第二部分 综合性实验
实验1 神经干动作电位的测定
【实验目的】
1．学习生物电活动的细胞外记录法。
2．观察坐骨神经干动作电位的基本波形、潜伏期、幅值及时程。
【实验原理】
神经组织属于可兴奋组织，当受到有效刺激时，膜电位在静息电位的基础上将发生一系列快速、可逆、可扩布的电位变化，即动作电位。动作电位可沿神经纤维传导，是神经兴奋的客观标志。在神经细胞外表面，已兴奋的部位带负电，未兴奋部位带正电。如果将两个引导电极分别置于神经干的表面，当神经干一端受刺激兴奋时，兴奋向另一端传导并依次通过两个记录电极，在显示器上可记录到两个方向相反的电位偏转波形，此波形称为双相动作电位。若在两个引导电极之间夹伤神经使其失去传导兴奋的能力，神经兴奋不能通过损伤部位，致使其中一个电极则成为电位恒定的参考电极。因此，只能记录到一个方向的电位偏转波形，此波形称为单相动作电位。
此外，由于坐骨神经干由许多神经纤维组成，其产生的动作电位是许多神经纤维动作电位的代数叠加，故上述电位又称为复合动作电位。由于不同神经纤维的兴奋性不同，在一定范围内，复合动作电位的幅度可随刺激强度的增加而增大。
【实验对象】
蛙或蟾蜍。
【实验用品】
蛙类手术器械一套，神经屏蔽盒，电子刺激器，计算机，生物信号采集处理系统，任氏液。
【实验步骤】
1．制备坐骨神经腓神经标本 蟾蜍坐骨神经腓神经标本制备过程与坐骨神经—腓肠肌标本的制作过程相仿。不同的是只分离神经，而且尽可能分离得长一些，从脊椎旁的主干下沿腓神经至踝关节止。神经两端用细线结扎后，置于任氏液中10min备用。
图2-1 神经干动作电位实验装置
2．连接实验仪器装置 一对记录电极(R1、R2)与生物信号采集处理系统输入通道相连；生物信号采集处理系统的刺激输出与神经屏蔽盒一对刺激电极（S1、S2)相连；神经屏蔽盒接地电极接地（图2-1)。
3．打开计算机，启动生物信号处理系统，点击菜单“实验模块”，进入“肌肉神经实验-神经干动作电位的引导”。点击刺激设置图标，参数设置见表2-1（可根据实验实际情况调整各参数)。
表2-1 仪器参数设置表
| 参数 | MSP600 | MedLab | BL-410 | |
| 采 样 参 数 | 显示方式 扫描速度 采样频率 采样间隔 X轴压缩比 通道 DC/AC 处理名称 放大倍数 Y轴压缩比 滤波 时间常数 灵敏度 | 同步触发示波 通道1 AC 神经干AP 500 10kHz 0.003s | 记忆示波 20μs 2：1 通道2 通道4 AC 记录刺激标记神经干AP 刺激标记 200～1000 5～50 4：1 64：1 10kHz | 0.625ms/div 20000Hz 通道1 AC 神经干AP 200 10kHz 0.01s |
| 刺 激 器 参 数 | 刺激模式 主周期 波宽 初幅度 增量 末幅度 脉冲数 延时 | 单刺激 0.05ms 100ms | 自动幅度调节 1s 0.1ms 0.2V 0.02V 1V 1 5ms | 单刺激 1 0.2ms 0.2(逐次递增0.02V至1V) 1 1ms |
【观察项目】
1．预实验 目的是检查整个实验系统的工作状态。将神经屏蔽盒的所有电极用任氏液棉球擦拭，然后将一浸湿任氏液的棉线置于刺激电极、接地电极和记录电极上。调节刺激强度由0V逐渐增大，观察显示器上是否有象正弦波那样的50Hz交流电干扰。如有干扰，应检查各仪器的接地情况，以排除干扰。当显示器的扫描线上只有刺激伪迹和基本平滑的横线时，表示无交流电干扰。停止刺激，取下棉线。
2．观察复合动作电位 将神经标本用玻璃分针轻轻搭在神经屏蔽盒内的电极上，坐骨神经粗的一端置于刺激电极上，细的一端置于记录电极上。盒的底部放一浸湿任氏液的滤纸，以保持盒内的湿度，防止神经干燥。盖好屏蔽盒的盖子，以减少电磁干扰。
（1)双相动作电位 给予标本单刺激，刺激强度从最小开始，逐渐增加刺激强度, 找出刚能引起微小的双相动作电位波形的刺激强度即阈强度。继续增加刺激强度，观察动作电位幅度在一定范围内随刺激强度增加而增大的变化情况，找出最大刺激强度。读取双相动作电位上下相的幅度和持续时间。（图2-2)
（2)单相动作电位 在两个记录电极之间用眼科镊夹伤神经，便可见双相动作电位只剩下向上的第一相，而向下的第二相则消失，此即单相动作电位。（图2-2)
图2-2 神经干双相动作电位（左)和单相动作电位（右)
【注意事项】
1．在神经干标本制作过程中，切勿损伤神经干，并常用任氏液保持神经标本湿润，但神经及电极不能有水珠，以免短路。勿用手或金属镊子接触神经。
2．标本及两端结扎线不可碰触标本盒，也不可折叠返回，以免引起短路。
3．刺激伪迹是刺激电流沿神经表面电解质溶液传导到记录电极下而被传导、放大出来的电信号。刺激伪迹可指示刺激开始的时间。伪迹没有潜伏期，其幅度随刺激强度增大而增大，位相随刺激极性的改变而改变。伪迹不可过大，以免影响动作电位的波形，可采取一定措施加以衰减。
4．实验中如双相动作电位为先下后上时，可对调两输入端的引导电极插头。
【思考题】
1．采用细胞外记录法所记录的神经干动作电位的原理是什么？
2．在引导神经干双相动作电位时，为什么动作电位的第一相的幅值比第二相的幅值大？
3．单根神经纤维动作电位与神经干复合动作电位有何区别？
4．在实验中，神经干复合动作电位的幅值可在一定范围内随刺激强度的增加而增大，这与“全或无”定律矛盾吗？
（肖爱娇 朱大诚)
实验2 神经兴奋传导速度的测定
【实验目的】
了解神经兴奋传导速度测定的基本原理和方法。
【实验原理】
神经纤维一端受到刺激而兴奋后，其动作电位可沿细胞膜传导至另一端，其传导的速度取决于神经纤维的粗细、温度、有无髓鞘等因素。测定神经纤维上动作电位传导的距离（S)与通过这段距离所用的时间（t),即可根据V=S÷t求出动作电位的传导速度。
【实验对象】
蛙或蟾蜍。
【实验用品】
蛙类手术器械一套，神经屏蔽盒，电子刺激器，计算机，生物信号采集处理系统，任氏液。
【实验步骤】
1．制备坐骨神经-腓神经标本 参见综合性实验1。
2．连接实验仪器装置 按图2-3连接装置，两对记录电极分别与生物信号放大系统的两个通道相连。
3．打开计算机，启动生物信号采集处理系统，点击菜单“实验模块”，进入“肌肉神经实验-神经干兴奋传导速度的测定”。点击刺激设置图标，参数设置见表2-2（可根据实验实际情况调整各参数)。
| 参数 | MSP600 | MedLab | BL-410 | |
| 采 样 参 数 | 显示方式 扫描速度 采样频率 采样间隔 X轴压缩比 通道 DC/AC 处理名称 放大倍数 Y轴压缩比 滤波 时间常数 | 同步触发示波 通道1 通道2 AC AC 神经干AP 1kHz 0.01s | 记忆示波 20μs 2：1 通道2 通道4 AC AC 神经干AP AP传导速度 200～1000 200～1000 4：1 4：1 10kHz 0.2s | 0.625ms/div 20000Hz 通道1 通道2 AC AC 神经干AP AP传导速度 200 200 10kHz 10kHz 0.01s 0.01s |
| 刺 激 器 参 数 | 刺激模式 波宽 幅度 延时 | 单刺激
| 单刺激 0.1ms 1V 5ms | 单刺激 0.2ms 1V 1ms |
表2-2 仪器参数设置表
【观察项目】
给予神经一定强度的刺激，显示器上分别记录到前后两个动作电位曲线（图2-4)。移动生物信号采集处理系统的测量光标的扫描速度计算出两个动作电位起点的间隔时间，即动作电位先后到达两对记录电极的时间差或动作电位从R1传导到R3所需的时间（t)，再人工准确地测出R1到R3之间的距离（S)，并按电脑提示输入数据，系统便会自动计算出传导速度（m/s)。
【注意事项】
1．制备坐骨神经腓神经标本时，应越长越好，最好达到10cm以上，因此宜用大蟾蜍。
2．神经干应平直地置于电极之上，两端不可与屏蔽盒接触，也不可把神经干两端缠绕于电极之上，两端任其自然悬空。
3.应适时给神经干滴淋任氏液，以保持标本湿润。
4.应精确测量两电极间的距离，以免传导速度计算值出现人为的偏差。
图2-3 神经兴奋传导速度实验装置 图2-4神经干动作电位（两对记录电极)
【思考题】
1.按公式V=（S2- S1)/（T2- T1)计算的传导速度比按公式V=S/T计算的要精确些，为什么？
2.本实验所测得的传导速度能否代表该神经干中所有纤维的传导速度，为什么？
（肖爱娇 朱大诚)
实验3 神经纤维兴奋性不应期的测定
【实验目的】
1.了解测定不应期的原理和方法。
2．观察神经纤维在一次兴奋过程中，其兴奋性变化的规律。
【实验原理】
可兴奋组织在接受一次刺激而兴奋后，其兴奋性会发生周期性的变化，包括绝对不应期、相对不应期、超常期和低常期，然后再恢复到正常的兴奋性水平。兴奋性的高低或有无，可以通过阈值的大小来衡量。采用前后两个刺激，第一个刺激称为“条件刺激”，用来引起神经的一次兴奋；第二个刺激称为“测试刺激”，用来测定神经兴奋性的改变。通过调节条件刺激与测试刺激之间的时间间隔，来测定神经纤维的绝对不应期。
【实验对象】
蛙或蟾蜍。
【实验用品】
蛙类手术器械一套，神经屏蔽盒，电子刺激器，计算机，生物信号采集处理系统，任氏液。
【实验步骤】
1．制备坐骨神经腓神经标本 参见综合性实验1。
2．连接实验仪器装置 连接方法基本同实验1。不同之处是用一导线将刺激器的监视输出连接到记录系统的另一个通道上，此通道可监视双脉冲刺激。
3．打开计算机，启动生物信号采集处理系统，点击菜单“实验模块”，进入“肌肉神经实验-神经干兴奋不应期的测定”。参数设置见表2-3（可根据实验实际情况调整各参数)。
【观察项目】
1．引导动作电位 按刺激器参数输出双脉冲刺激神经，调节脉冲之间的间隔时间，引导出先后两个动作电位波形。在间隔时间较大时，可先后记录出的两个幅值相等的动作电位（图2-5)。
2．相对不应期 逐渐缩短双脉冲间隔时间，可见到两个动作电位逐渐靠拢，直到第二个动作电位幅度开始降低（图2-6)。然后再缩短间隔时间，使第二个动作电位降低到微小程度直到消失。从第二个动作电位幅度开始降低到消失，此时期为相对不应期。
| 参数 | MSP600 | MedLab | BL-410 | |
| 采 样 参 数 | 显示方式 扫描速度 采样率 采样间隔 X轴压缩比 通道 DC/AC 处理名称 放大倍数 Y轴压缩比 滤波 时间常数 | 同步触发示波 通道1 AC 神经干AP 1kHz 0.01s | 记忆示波 20μs 2：1 通道2 通道4 AC 记录刺激标记 神经干AP 刺激标记 200～500 50～100 8：1 16：1 0.2s | 0.625ms/div 20000Hz 通道1 AC 神经干AP 200 10kHz 0.01s |
| 刺 激 器 参 数 | 刺激模式 主周期 波宽 首间隔（间距) 增量 末间隔 脉冲数 延时 幅度 | 单刺激 10ms -0.5ms | 自动间隔调节 1s 0.1ms 10ms -0.2ms 1ms 2 5ms 1V | 串刺激 1 0.1ms 10ms（逐次递减0.2ms) 1ms 2 5ms 1V |
表2-3 仪器参数设置表
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图2-5双脉冲刺激间隔时间较大时动作电位 图2-6双脉冲刺激间隔时间缩小时动作电位
3．绝对不应期 继续缩短双脉冲间距，使第二个刺激位于第一个动作电位的上升支和下降支的开始阶段，此时期即使增加刺激强度，也不能引起第二个动作电位，这一时期为绝对不应期。
4．恢复 渐渐延长双脉冲刺激的间距，使第二个动作电位再次出现。当间距时间达到一定数值时，第二个动作电位的幅度又与前一动作电位的幅度相等，则表明兴奋性已恢复。
【注意事项】
同综合性实验1
【思考题】
1.神经兴奋不应期测定的原理。
2.组织发生兴奋后，其兴奋性的周期性变化有哪些？
3.神经干不应期与单根神经纤维的不应期有何不同？
4.不应期长短有何生理意义?
（肖爱娇)
实验4 蛙心搏动起源分析以及温度对其自律性的影响
【实验目的】
1.采用斯氏结扎法观察蛙心起搏点，分析心脏兴奋传导途径。
2.理解内环境稳态的重要性。
【实验原理】
哺乳动物心脏特殊传导系统具有自律性，但各部分的自律性高低不同。正常情况下，窦房结自律性最高，它自动产生的兴奋向外扩布，依次激动心房肌、房室交界、房室束、心室内传导组织和心室肌，引起整个心脏兴奋和收缩。由于窦房结是主导整个心脏兴奋和跳动的正常部位，故称之为正常起搏点；其他部位自律组织受窦房结的“抢先占领或超速驱动压抑”控制，并不表现出它们自身的自动节律性，只是起着兴奋传导作用，故称之为潜在起搏点。一旦窦房结的兴奋不能下传时，则潜在起搏点可以自动发生兴奋，使心房或心室依从节律性最高部位的兴奋节律而跳动。
哺乳类动物心脏的正常起搏点是窦房结。两栖类动物心脏的正常起搏点是静脉窦，在正常情况下，其心房和心室在静脉窦冲动作用下依序搏动，只有当正常起搏点的冲动受阻时，“超速压抑”解除，心脏的自律性次之的部位才可能显示其自律性。本试验利用结扎阻断传导通路的方法来确定蛙心起搏点和传导途径，并用改变蛙心不同部位局部温度的方法来观察温度对心脏自律性的影响。
【实验对象】
蛙或蟾蜍。
【实验用品】
蛙类手术器械一套，蛙心夹，滴管，小离心管，棉球，丝线，任氏液。
【实验步骤】
l．取蟾蜍或蛙一只，用探针破坏中枢神经系统，仰卧位固定于蛙板上。
2．用剪刀剪开胸骨表面皮肤并自剑突向两侧角方向打开胸腔，剪开胸骨，可见心脏包在心包中，仔细剪开心包，暴露心脏。
3．剪开心包膜，参见图2-7识别心房、心室、房室沟、动脉圆锥、动脉干、静脉窦、窦房沟（半月线)。观察静脉窦、心房和心室的活动顺序及各部位的速率。
4．在主动脉干下穿线备用。
|
【观察项目】
l．观察静脉窦、心房、心室的活动顺序及各部位在单位时间内的跳动次数。
2．观察不同温度下的心跳频率
用盛有35℃～40℃热水的小离心管（或用加热的刺针柄)或用小冰块先后分别地接触心室、心房和静脉窦以改变它们的温度，并分别观察和记录心脏跳动有何变化？
3．按图2-8所示，在静脉窦和心房交界的半月形白线（窦房沟)处用线沿着半月形白线的近心尖侧结扎 (斯氏第一扎)。观察心房和心室的跳动是否停止？静脉窦是否照常在跳动？
|
4．在第一结扎后，约经15 min～30min，房室可恢复跳动（为促其恢复，可用镊柄轻叩房室交界区)。分别计数静脉窦、心房和心室跳动频率，注意观察它们的跳动是否一致。
5．于房室交界处的房室沟进行第二结扎(斯氏第二扎)，以阻断房-室间的兴奋传导，观察并计数静脉窦、心房、心室跳动情况。
6．松开结扎线，使心房、心室恢复跳动，并分别计算各部位的心跳次数，比较第一和第二结扎前后，静脉窦、心房、心室跳动频率，将实验结果填入表2-4，分析心脏各部分的自律性及传导顺序。
表2-4 结扎不同部位对心脏各部跳动的影响
|
| 静脉窦 | 心房 | 心室 | ||||
| 结扎前 | |||||||
| 第一扎 | |||||||
| 第二扎 |
【注意事项】
1．破坏脑和脊髓要彻底。
2．剪胸骨和胸壁时，伸入胸腔的剪刀要紧贴胸壁，以免损伤心脏和血管。
3．在改变心脏某局部温度操作中，所接触的局部位置要准确，可暂不滴任氏液，尽量减少该局部温度过快波及其他部位而影响结果。
4．实验中经常用任氏液湿润心脏。
5．第一结扎时，注意勿扎住静脉窦。第一结扎后，如心房、心室长时间不恢复跳动，可提前进行第二结扎而促使心房、心室恢复跳动。而每次结扎不宜扎得过紧过死，以能刚阻断兴奋传导为合适。
6. 结扎后如心房和心室停跳的时间过长，可用玻璃分针给心房和心室以机械刺激，或者给心房心室加温，促进心房心室恢复跳动。
【思考题】
1．分析本实验每一项试验结果的产生原因。根据实验结果，可得出什么结论？
2．当静脉窦局部温度发生变化时，心率为何会随之发生变化？与只改变心房或心室局部温度所引起效应为什么不同？
3．如何解释在结扎后，心房没有立即恢复跳动？这一结果说明什么问题？
4．本实验能否证实心房和心室的特殊传导组织具有自动节律性？为什么？
（肖爱娇 朱大诚)
实验5 影响心脏活动的体液因素
【实验目的】
1．学习离体蛙心的灌流方法。
2．观察Na+、K+、Ca2+、肾上腺素(E)、乙酰胆碱(Ach)等体液因素对心脏活动的影响。
【实验原理】
静脉窦（蛙心起搏点)能按一定节律自动产生兴奋，因此离体蛙心在适宜环境中，在一定时间内仍能产生节律性兴奋和收缩活动。
此外，心脏活动还受体液和神经的调节和影响。心脏的泵血功能和正常节律性活动有赖于心脏生活的理化环境的相对稳定，如果理化环境被干扰或破坏，心脏活动就会受到影响。其中，心脏受植物神经的双重支配，交感神经兴奋时，其末梢释放去甲上肾上腺素，使心肌收缩力加强，传导增快，心率加快；而迷走神经兴奋时，其末梢释放乙酰胆碱，使心肌收缩力减弱，心率减慢。蟾蜍或蛙的心脏离体后，只要用理化特性近似于其血浆的任氏液灌流，在一定时间内，可保持节律性收缩和舒张。改变灌流液的成分，心脏活动的频率和幅度会随之发生变化。
【实验对象】
蛙或蟾蜍。
【实验用品】
蛙类手术器械，任氏液，滴管，蛙心夹，蛙心插管，微调固定器，试管夹，铁支架，滑轮，烧杯，丝线，张力换能器，生物信号采集处理系统，0.65﹪NaCl溶液，3﹪CaCl2溶液，1﹪KCl溶液，1:10000去甲肾上腺素溶液，1:10000乙酰胆碱溶液，1:10000普萘洛尔溶液，5×10-4阿托品溶液，3﹪乳酸，2.5﹪NaHCO3溶液。
【实验步骤】
1．离体蛙心制备
(1)取蟾蜍一只，毁坏脑和脊髓，将其仰卧位固定于蛙板上。从剑突下将胸部皮肤向上剪开（或剪掉)，然后剪掉胸骨，打开心包，暴露心脏，用小镊子提起心包膜，眼科剪剪去心包膜。仔细辨认心脏结构（图3-7)。
(2)在主动脉干下方穿引两根线。一条在主动脉上端结扎作插管时牵引用，另一根则在动脉圆锥上方，系一松结，用于结扎和固定蛙心插管。
(3) 动脉插管 左手持左主动脉上方的结扎线，用眼科剪在松结上方左主动脉根部剪一小斜口，右手将盛有少许任氏液的大小适宜的蛙心插管由此剪口处插入动脉圆锥。当插管头部到达动脉圆锥时，再将插管稍稍后退，并转向心室中央方向，在心室收缩期插入心室。判断蛙心插管是否进入心室，可根据插管内任氏液的液面是否能随心室的舒缩而上下波动而定。如蛙心插管已进入心室，则将预先准备好的松结扎紧，并固定在蛙心插管的侧钩上，以免蛙心插管滑出心室。剪断主动脉左右分支。
(4) 游离心脏 轻轻提起蛙心插管以抬高心脏，用一线在静脉窦与腔静脉交界处做一结扎，结扎线应尽量下压，以免伤及静脉窦。在结扎线外侧剪断所有组织，将蛙心游离出来。用任氏液反复换洗蛙心插管内含血的任氏液，直至蛙心插管内无血液残留为止。离体心脏已制备好，可供实验。
2．连接实验仪器装置
（1)用试管夹将蛙心插管固定在铁支架上，用蛙心夹在心室舒张期夹住心尖，并将蛙心夹的线头通过滑轮连至张力换能器的悬梁臂上。此线应有一定的紧张度，但注意勿过度牵拉心脏。
（2)张力换能器输出线接生物信号采集处理系统。
（3)打开计算机，启动生物信号采集处理系统，点击菜单“实验模块”，进入“循环实验—蛙心灌流”。使用鼠标单击工具条上的“开始”命令按扭，从而启动波形的记录。根据信号窗口中显示的波形，再适当调节实验参数以获得最佳的实验效果参数设置见表2-5。
【观察项目】
1．描记正常的蛙心搏动曲线，注意观察心跳频率、强度及心室的收缩和舒张程度。曲线的疏密：反映心跳的频率；曲线的规律性：反映心跳的节律；曲线的幅度：反映心室收缩的强弱；曲线的基线：反映心室舒张程度。
2．把蛙心插管内的任氏液全部更换为0.65﹪NaCl溶液，观察心跳变化。
3．吸出0.65﹪NaCl溶液，用任氏液反复换洗数次，待曲线恢复正常后，再在任氏液内滴加3﹪CaCl2溶液1～2滴，观察心跳变化。
表2-5 仪器参数设置表
| 参数 | MSP600 | Medlab系统 | BL-410系统 | |
| 采 样 参 数 | 显示方式 扫描速度 采样间隔 X轴压缩比 通道 DC/AC 处理名称 放大倍数(增益) Y轴压缩比 滤波 | 连续示波 | 记录仪 2ms 50:1 通道1 DC 张力 50～100 4:1 | 1.0s/div 400Hz 通道1 DC 张力 5mV 10Hz |
4．吸出含CaCl2溶液的任氏液，用任氏液反复换洗，待曲线恢复正常后，在任氏液中滴加1﹪KCl溶液1～2滴，观察心跳变化。
5．吸出含KCl的任氏液，用任氏液反复换洗，待曲线恢复正常后，再在任氏液中加1:10000去甲肾上腺素溶液1～2滴，观察心跳变化。接着加入1:10000普萘洛尔溶液1～2滴,观察心跳变化，然后，再加1:10000去甲肾上腺素溶液1～2滴，观察与前面去甲肾上腺素的曲线有何不同？
6．用任氏液反复换洗，待曲线恢复正常后，再在任氏液中加1:10000乙酰胆碱溶液1～2滴，观察心跳变化。接着加5×10-4阿托品溶液1～2滴，观察心跳变化，然后再滴入1:10000乙酰胆碱溶液1～2滴，观察心跳变化。
7．用任氏液反复换洗，待曲线恢复正常后，在任氏液中滴加2.5﹪NaHCO31～2滴，观察心跳变化。
8．用任氏液反复换洗，待曲线恢复正常后，在任氏液中滴加3﹪乳酸1～2滴，观察心跳变化。
【注意事项】
1．制备蛙心标本时，勿伤及静脉窦。
2．每次换入灌流液或加试剂，一旦出现明显效应后，应立即用任氏液换洗，以免心肌受损，而且必须待心跳恢复正常后方能进行下一步实验。
3．蛙心插管内灌流液面高度应始终保持一致。
4．每次滴加药品和换取任氏液，必须及时做标记。
5．经常滴加任氏液于心脏表面使其保持湿润状态。
6．吸取任氏液和吸取蛙心插管内溶液的吸管应区分专用，不可混淆使用。而且，吸管不能接触蛙心插管，以免影响实验结果。
7．化学药物作用不明显时，可再适量滴加，密切观察药物剂量添加后的实验结果。
8．固定换能器时，应稍向下倾斜，以免自心脏滴下的液体流入换能器内。
【思考题】
1．实验过程中插管内的灌流液面为什么都应保持相同的高度？
2．那些因素对心脏收缩有影响？各种因素对心脏收缩活动有什么影响？分析各项结果所产生的原因。
3．了解机体环境对器官生存的影响。通过资料，了解当发生疾病时，机体内环境的改变特点。
（肖爱娇)
实验6 影响心输出量的因素
【实验目的】
1. 掌握蛙动、静脉插管技术。
2. 观察前、后负荷、心肌收缩性能对心输出量的影响。
【实验原理】
心输出量（cardiac output, CO)是指每分钟一侧心室所射出的血量。它为每搏输出量与心率的乘积。因此，心输出量的多少取决于每搏输出量和心率。每搏输出量取决于心室舒张末期容积和心室射血能力，心室射血能力又与动脉血压及心肌收缩性能有关。所以，影响心输出量的主要因素是心室舒张末期容积、心肌收缩性能、动脉血压和心率。在一定范围内前负荷的增加，心肌收缩能力增加，心输出量增加；超过一定范围心输出量反而减少。在一定范围内后负荷的增加可引起前负荷相应增加从而使心输出量保持不变，但超过一定范围心输出量减少。心肌收缩力增加心输出量增加。心率在一定范围内增加，心输出量增加；但超过了一定范围心舒张期充盈不足，可引起前负荷下降，故心输出量反而减少。
【实验对象】
蛙或蟾蜍。
【实验用品】
恒压贮液瓶，蛙类手术器械，细塑料管，任氏液，直尺，1ml注射器，小烧杯，20ml量筒，1:10000肾上腺素，1:10000乙酰胆碱，铁支架，刺激器，刺激电极。
【实验步骤】
1. 破坏蛙的脑和脊髓后，将蛙仰卧固定在蛙板上，沿腹白线剖开腹腔和胸腔，露出心脏、腹腔静脉和主动脉。用玻璃分针穿过主动脉下方，将心脏翻向头部，识别静脉窦、后腔静脉（下腔静脉)、肝静脉和前腔静脉的解剖位置。后腔静脉最粗位于肝叶背侧的深部，需拨开肝叶才能看到。
2. 腔静脉插管 在后腔静脉下方穿两根丝线，将其中一根穿过主动脉下方，再绕回结扎除后腔静脉外的全部静脉血管（注意：结扎时勿伤静脉窦)；在后腔静脉做一小切口，随即把恒压贮液瓶相连的塑料管向心插入静脉，并结扎固定。同时让少量液体缓慢输入（注意：恒压瓶要预先装上任氏液，同时排尽整个管道的气体)。
3. 主动脉插管 翻正心脏，分离结扎右侧主动脉。在右侧主动脉下方穿线并在动脉圆锥的上方剪一小口，将细塑料管向心插入动脉，并结扎固定。此时可见液体从细塑料管中流出，将细塑料固定与铁支架上。
4. 恒压贮液瓶中心管口为零点。零点与心脏水平之间的垂直距离决定了心脏的灌流压。所以它的高低表示了前负荷的大小。铁支架上细塑料管的最高点与心脏之间的距离，决定了心脏收缩所需克服的静水压，它的高度代表收缩时后负荷的大小。用刺激电极直接与心脏接触，选择比实验动物自率较高的频率，并能引起心脏收缩的强度的电刺激控制心率。
【观察项目】
1．肉眼观察心舒末容积和心肌收缩力。
2. 心室舒张末期容积（前负荷)对心输出量的影响固定后负荷，改变前负荷，找最适前负荷。
（1)固定后负荷于5cmH2O。
（2)调整贮液瓶高度，使前负荷分别于5cmH2O，10cmH2O，15cmH2O……在每一个前负荷下记录心输出量（CO)，直至增加前负荷，CO不再增加为止（表2-6)。
表2-6 前负荷改变对CO、HR的影响
| 前负荷（cmH2O) | CO ml/min | HR beats/min |
| 5 10 15 20 25 |
2. 动脉血压（后负荷)对心输出量的影响
(1)将前负荷固定于20cm左右，后负
荷置于10cm处，人工控制心率，记录
1min流出的液体量。将动脉塑料管插管
缓慢抬高，当肉眼观察到流出液体明显
减少或完全停止时，测定此时后负荷的
高度（A cm)，并记录1min内流出的液
体量。
(2)在10cm与A cm之间等距离找两点分别测定1min内流出的液体量。以后负荷为横坐标，以心输出量为纵坐标，绘制心输出量-后负荷关系曲线。
3. 心肌收缩能力对心输出量的影响
(1) 滴加肾上腺素溶液（1:10000)2～3滴，作用1min～2min，记录各参数，绘制心功曲线。
(2) 滴加乙酰胆碱溶液2～3滴，作用1min～2min，记录各参数，绘制心功曲线。
4. 心率对心输出量的影响
将前负荷固定于20cm，后负荷固定于10cm左右，改变人工起搏频率，记录不同频率时的心输出量；绘制心输出量-心率关系曲线。
【注意事项】
1.手术时不要损伤静脉窦。
2.整个实验中管道不要扭曲，输液管道中不得存有气泡。
3.保持标本湿润，心脏表面经常滴加任氏液，防止组织干燥。
4.实验时贮液瓶零点不应太高。
【思考题】
1. 什么是最适前负荷？如何找最适前负荷？
2. 何谓心肌收缩性能？受哪些因素影响？
（肖爱娇)
实验7 家兔减压神经放电
【实验目的】
1．观察家兔在体减压神经传入冲动的发放。
2．学习在体记录神经活动的方法。
3. 观察动脉血压变化与减压神经放电的关系，加深对减压反射的理解和认识。
【实验原理】
当机体处于不同的生理状态或机体内、外环境发生变化时，可引起各种心血管反射，使心输出量和各器官的血管收缩状况发生相应的改变，动脉血压也可发生变化。这些心血管反射主要包括颈动脉窦和主动脉弓压力感受性反射、心肺感受器引起的心血管反射、颈动脉体和主动脉体化学感受性反射等。其中，压力感受性反射（bororeceptor reflex)在平时经常地起作用。当动脉血压升高或降低时，压力感受器的传入冲动也随之增加或减少，通过中枢机制引起心率、心肌收缩力、心输出量、血管阻力等发生相应变化，使动脉血压降低或回升，从而调节血压相对稳定，这一反射称为降压反射。家兔降压反射的主动脉弓压力感受器的传入神经在颈部单独成一束，与迷走神经和颈交感神经伴行，称为主动脉神经或减压神经。它是降压反射的传入神经，可将感受器感受血压变化的传入冲动传送到中枢。用电生理学实验方法可引导、显示、记录减压神经放电，并用监听器监听减压神经放电的声音，帮助试验者加深对减压反射的理解和认识。
【实验对象】
家兔。
【实验用品】
哺乳类动物手术器械，兔手术台，生物信号采集处理系统，引导电极，电极架，注射器，玻璃分针，烧杯，棉球及丝线，纱布，皮兜架，滴管，液体石蜡，生理盐水，利血平，20﹪氨基甲酸乙酯，1:10000肾上腺素，1:10000乙酰胆碱。
【实验步骤】
1．手术
（1)麻醉和固定 用 20﹪氨基甲酸乙酯，按5ml/kg体重（1g／kg体重)的剂量从兔耳缘静脉缓慢注入，待动物麻醉后，取仰卧位固定于兔手术台上。
（2)分离颈部血管和神经 颈部剪毛，作长5cm～7cm的正中切口，钝性分离皮下组织和浅层肌肉后，沿纵行的气管前肌和斜行的胸锁乳突肌间钝性分离，将胸锁乳突肌向外侧分开，即可见到深层位于气管旁的血管神经束，仔细辨认并小心地分离左侧的减压神经，下穿湿丝线备用，分离时特别注意不要过度牵拉，并随时用生理盐水湿润。然后分离右侧的颈总动脉，穿线备用。
（3)气管插管 在气管下穿线，于甲状软骨下1～2个环状软骨间用粗剪刀剪开气管的一半，并向下方作一www.med126.com/hushi/纵切口，使切口呈倒“T”形。插入气管插管，并用备好的线固定。(图2-9)
图2-9 气管插管示意图
（4)颈总动脉插管 分离右侧颈总动脉平甲状软骨上缘，约2cm～3cm（尽量向头端分离，但不要损伤其分支)，近心端用动脉夹夹闭，远心端用线扎牢。在结扎处的近端剪一以45°角斜向近心端的小口，向心脏方向插入已注满肝素的动脉插管（注意管内不应有气泡，如有气泡，将影响记录使血压变化的幅度，用线将插管与动脉扎紧，并固定)。（图2-10)
图2-10 颈总动脉插管示意图
（5)安置电极 用玻璃针轻轻地把减压神经放到引导电极上，用温石蜡油棉花遮盖神经以防干燥并起绝缘、保温作用。注意神经不可牵拉过紧，记录电极应悬空并固定于电极支架上，不能触及周围组织。将接地线就近夹在皮肤切口组织上。
2．连接实验仪器装置
（1)神经放电引导电极接到生物信号采集处理系统第1通道上，记录减压神经放电。
（2)颈总动脉插管通过压力换能器输入到生物信号采集处理系统第2通道上，记录动脉血压曲线变化。
（3)打开计算机，启动生物实验处理系统，点击菜单“实验模块”，进入“循环实验—兔减压神经放电”。点击刺激器设置，参数设置见表2-7（可根据实验实际情况调整各参数)。再点击菜单“实验模块”，选择“监听—打开监听”，并确定。
表2-7 仪器参数设置表
| 参数 | MSP600 | MedLab | BL-410 | |
| 采 样 参 数 | 显示方式 扫描速度 采样频率 采样间隔 X轴压缩比 通道 DC/AC 处理名称 放大倍数 Y轴压缩比 滤波 时间常数 | 同步触发示波 通道1 DC 神经放电 5000 1kHz 0.001s | 记忆示波 20μs 200：1 通道1 通道2 AC DC 神经放电 血压 10000～50000 100～200 8：1 4：1 | 2.5s/div 通道1 AC 张力 100 30Hz |
【观察项目】
1．正常减压神经放电 观察减压神经的群集放电的节律、波形和幅度。群集放电的节律与心率同步，其幅度约为30μV～100μV，其大小随血压高低而变。一簇群集放电的波形呈三角形，幅度先大后小。见图2-11。在监听器中减压神经放电的声音类似火车开动样的“轰轰”声。
|
|
a：原始图 b：积分图
图2-11 减压神经群集性放电
2．压迫颈动脉窦 观察减压神经群集性放电和动脉血压曲线的变化。
3．夹闭颈动脉 观察减压神经群集性放电和动脉血压曲线的变化。
4．注射肾上腺素 从耳缘静脉注射1: 10000肾上腺素 0.3ml，注意观察血压上升的高度，上升过程中减压神经群集放电频率的变化，何时开始增多？何时不能分辨出群集形成？并持续观察到血压恢复至正常为止。
5．注射乙酰胆碱 从耳缘静脉注射1: 10000乙酰胆碱 0.3ml，观察血压与减压神经群集放电频率的变化以及二者的关系，并记录动脉血压，看降低到何种程度时减压神经的群集放电才减少或完全停止；以及其恢复过程。
6．切断减压神经，分别在中枢端和外周端记录神经放电，有何不同？
【注意事项】
1．麻醉不宜过浅，以免动物躁动，产生肌电干扰。
2．仪器和动物均要接地，并注意适当屏蔽。
3．分离神经时动作要轻柔，不要牵拉；分离后及时滴加温热液体石蜡，以防止神经干燥，并可保温。
4．保持神经与引导电极接触良好；引导电极不可触及周围组织，以免带来干扰。
【思考题】
1．正常减压神经放电的基本波形有何特征？
2. 静脉注射肾上腺素、乙酰胆碱后，减压神经放电频率、幅度有何变化？肾上腺素、乙酰胆碱是如何影响动脉血压的？
3．减压神经放电和动脉血压有何关系？
4．根据本实验结果，分析减压神经是传出神经还是传入神经？
5．理解减压反射的生理意义。
（肖爱娇 朱大诚)
实验8 心血管活动的神经体液调节
【实验目的】
1．学习哺乳类动物动脉血压的直接测量方法。
2．通过观察动脉血压的变化，掌握心血管活动的神经和体液调节。
【实验原理】
心脏和血管的活动受神经、体液和自身机制的调节。支配心脏的传出神经主要为心交感神经和心迷走神经，心交感神经兴奋可致心率加快，房室交界的传导加快，心房肌和心室肌的收缩能力加强，而心迷走神经兴奋可致心率减慢，心肌收缩能力减弱，房室传导速度减慢。绝大多数血管平滑肌受自主神经支配，主要是交感缩血管神经纤维，兴奋时使血管收缩，外周阻力增加，同时由于容量血管收缩，静脉回流增加，心输血量亦增加。神经系统通过心血管反射(如压力感受性反射等)调节心血管的活动，改变心输出量和外周阻力，从而调节动脉血压。
心血管活动除受神经调节外，还受体液因素的调节，其中最主要的为肾上腺素和去甲肾上腺素。肾上腺素可与α和β两类肾上腺素能受体结合，使心率加快，收缩力加强，传导加快，心输出量增加。其对血管的作用取决于血管平滑肌上两类受体分布的情况。一般来说，在整体情况下，小剂量肾上腺素主要引起体内血液重新分配，对总外周阻力影响不大，但大剂量的肾上腺素亦可使外周阻力明显升高。去甲肾上腺素主要激活α受体，所以其作用主要是引起外周血管广泛收缩，通过增加外周阻力而使动脉血压升高，对心脏的直接作用远较肾上腺素为弱，而且在外源性给予时，常因明显的升压作用而通过窦弓反射引起反向性心率变慢，血压出现双峰曲线。
【实验对象】
家兔。
【实验用品】
生物实验处理系统，压力换能器，动脉插管，兔手术台，哺乳动物手术器械，活动双凹夹，试管夹，铁支柱，三通管，刺激器电极，双极保护电极，注射器（ lm1三只，5m1、20m1各一只)，有色丝线、纱布，脱脂棉花，20﹪氨基甲酸乙酯，生理盐水，1∶1000肝素，1:10000去甲肾上腺素，1:10000肾上腺素，1:10000乙酰胆碱。
【实验步骤】
1.手术准备
(1)麻醉 动物称重后，用20﹪氨基甲酸乙酯5m1/kg（或1﹪戊巴比妥钠，2.5 ml～3ml/kg)由兔耳缘静脉缓慢注入（图2-12)。注射中注意观察动物肌张力、呼吸频率及角膜反射的变化，防止麻醉过深。
（2)动物固定 将麻醉好的动物仰卧位固定于兔手术台上，颈部放正，必要时可在颈部下方垫一小垫，将颈部垫高，以便手术。
（3)分离颈部血管和神经 颈部剪毛，作长5cm～7cm的正中切口，分离皮下组织和浅层肌肉后，沿纵行的气管前肌和斜行的胸锁乳突肌间钝性分离，将胸锁乳突肌向外侧分开，即可见到深层位于气管旁的血管神经束，仔细辨认并小心地分离左侧的迷走神经和减压神经，下穿不同颜色的湿丝线备用，分离时特别注意不要过度牵拉，并随时用生理盐水湿润。然后分离双侧的颈总动脉，穿线备用。
(4)气管插管 在气管下穿线，于甲状软骨下1～2个环状软骨间用粗剪刀剪开气管的一半，并向下方作一纵切口，使切口呈倒“T”形。插入气管插管，并用备好的线固定。
（5)颈总动脉插管
图2-12兔耳缘静脉注射示意图
2. 仪器准备
（1)将压力换能器的输出端与三通管相连。其中三通管的一端连接动脉插管，用注射器将肝素通过三通管缓慢注入换能器和动脉插管内，将换能器和动脉插管内的空气排尽（注意：注入肝素前应保证换能器通过动脉插管与大气相通，否则注入肝素时将会使换能器内压力剧升而损坏换能器)。
（2)将压力换能器的输入端与生物实验处理系统的前面板CH1接口相连，将刺激电极插头与生物实验处理系统的前面板刺激器接口相连。
（3)调节参数
选择“实验模块”菜单中的“循环实验”菜单项，以弹出“循环实验”子菜单。在“循环实验”子菜单中选择“兔动脉血压调节”实验模块。放开动脉夹，记录动脉血压。根据信号窗口中显示的波形，再适当调节实验参数以获得最佳的实验效果。
【观察项目】
（1)正常血压曲线 动脉血压随心室的收缩和舒张而变化。心室收缩时血压上升，心室舒张时血压下降，这种血压随心动周期波动称为“一级波”（心搏波)，其频率与心率一致。此外可见动脉血压亦随呼吸而变化，吸气时血压先是下降，继则上升，呼气时血压先是上升，继则下降。这种波动叫“二级波”（呼吸波)，其频率与呼吸频率一致。有时还可见到一种低频率（几次到几十次呼吸波为一周期)的缓慢波动，称为“三级波”，可能与心血管中枢的紧张性周期有关。
（2)夹闭一侧颈总动脉 用动脉夹夹闭左侧颈总动脉5s～10s，观察血压变化。
（3)牵拉颈总动脉残端 手持右侧颈总动脉远心端的结扎线，或用止血钳挟住残端，向心脏方向轻轻拉紧，然后做有节奏的往复牵拉（约2s～5s)，持续5s～10s，注意勿拉脱结扎线，观察血压变化。
（4)刺激减压神经 先用双极保护电极刺激完整的左侧减压神经，使用鼠标单击工具条上的“刺激”命令按扭，或者从“基本功能”菜单中选择“刺激”命令项中的“启动刺激”命令。观察血压变化（血压如不下降，应检查刺激器是否有输出或所刺激的是否为减压神经)。然后在神经游离段（应有1.5cm～2cm长)的中部做双重结扎，在两结扎线的中间剪断减压神经，以同样的刺激参数分别刺激其中枢端和外周端，观察血压变化。
（5)刺激迷走神经 结扎并剪断左侧迷走神经，刺激其外周端，使用鼠标单击工具条上的“刺激”命令按扭，或者从“刺激”菜单中选择“启动刺激”命令。观察血压变化。
（6)静脉注射去甲肾上腺素 由耳缘注射0.01﹪去甲肾上腺素0.2m1～0.3m1，观察血压变化。
（7)静脉注射肾上腺素 由耳缘注射1:10000肾上腺素0.2m1～0.4ml，观察血压变化。
（8)静脉注射乙酰胆碱 由耳缘注射1:10000乙酰胆碱0.2m1～0.3m1，观察血压变化。
【注意事项】
1．麻醉动物注射麻醉药时，要注意注入的速度，一般前1/3快推，中1/3 中速，后1/3慢速并注意观察动物的角膜反射和呼吸。
2. 分离暴露颈动脉鞘时，需注意保持血管神经的自然位置，以便判定减压神经。
3. 操作切忌粗暴，随时用生理溶液湿润组织以保持活性。忌用金属器械触及、夹捏神经。
4．每项实验后，应等血压基本恢复并稳定后再进行下一项。
5. 每次注射药物后应立即注入少量生理盐水，以防止药液残留在针头内及局部静脉中，影响下一种药物使用的效果。
【思考题】
1．正常血压的一级波、二级波及三级波各有何特征？其形成机制何在？
2．夹闭颈总动脉与牵拉颈总动脉残端的实验结果有何不同，如何联系起来推断出结论？
3．刺激完整的减压神经及其中枢端和外周端，血压各有何种变化？为什么？
4．比较去甲肾上腺素和肾上腺素对血压的影响有何不同，为什么？
5．动脉血压是如何保持相对稳定的？
6．实验结束前，可采用股动脉放血观察不同失血量对心血管活动的影响。
7. 处死动物的方法有哪些?
（肖爱娇)
实验9 人体肺容量和肺通气量的测定
【实验目的】
1．学习应用肺量计测定正常人体肺容量和肺通气量的基本实验方法。
2．掌握人体潮气量、肺活量、时间肺活量等的正常值。
【实验原理】
肺的主要功能是进行气体交换，肺内气体与外界大气不断进行交换，吸入氧气、排出二氧化碳，以维持内环境中氧气、二氧化碳浓度的相对稳定，保证细胞新陈代谢的正常进行。肺通气是指气体进出肺的过程，肺容量是指肺容纳的气体量，而肺通气量是指单位时间内吸入或呼出的气量。其中潮气量、肺活量、时间肺活量等在一定程度上可反映肺的容量和通气功能。因此，潮气量、肺活量、时间肺活量等的测定可作为衡量肺功能的重要指标。
【实验对象】
人。
【实验用品】
肺量计，盛冷开水的塑料盒，橡皮吹嘴，鼻夹，氧气，碳酸钠钙，墨水，75﹪酒精棉球。
【实验步骤】
1．肺量计的结构和使用方法
肺量计（图2-13)主要由一对套在一起的圆筒所组成：外筒是装清水的水槽，槽底有排水阀门可以放水，水槽中央有进气管，管的上端露出水面，管下端有通向槽外的三通阀门，呼、吸气体即经此出入。内筒为倒置于水槽中的浮筒，可随呼吸气体的进出而升降。肺量计顶部有进气接头，可由此向筒内充入气体；浮筒容量约 6L～8L，一般为铝制，重量较轻；筒顶连有细钢丝绳，通过滑轮架在另一端悬一平衡锤，锤的重量恰能与浮筒的重量相平衡。
当三通阀门开放时，呼吸气可经通气管进出肺量计，浮筒即随之上下移动，根据浮筒的升降从刻度标尺上可读出气体容量，并由描笔记录在专用记录纸上。专用记录纸上印有表示容积的直格和表示走纸速度的横格，一般一小直格为100ml，一横格为 25mm/s。
2．实验准备
（1)将仪器水平放置，支架插入支架座内，吊丝经滑轮与浮筒顶部的调节螺帽固定。
（2)调节水平调节盘，使肺量计的内筒、外筒不相接触，能自由升降。
（3)肺量计内装入适量清水，调整调节螺帽，使肺量计不充气时记录笔尖处于零位。
（4)在肺量计的二氧化碳吸收器中装入碳酸钠钙。
（5)打开肺量计的进气接头，使筒内充满空气（或氧气)4L～5L，然后关闭接头。
（6)装好记录纸，记录笔中灌足墨水，并与记录纸接触，整机接上电源。
（7)受试者闭目静立（或坐)，口中衔好用75﹪酒精棉球消毒过的橡皮吹嘴，并用鼻夹夹鼻，练习用口呼吸2min～3min。
（8)打开电源开关和记录开关，用50mm/min（1横格/30s)的走纸速度描记呼吸曲线。
图2-13 肺量计外部正面观
l．螺纹管 2．电源开关 3．记录开关 4．变速器开关 5．氧气接头 6．0位调节螺帽
7．滑轮 8．支架 9．浮筒 10．记录笔 11．记录纸座架 12．三通管
【观察项目】
1．潮气量、补吸气量、补呼气量和肺活量（图2-14)
（1)潮气量 被测者静坐（或静立)，平静呼吸，描记正常呼吸曲线30s，计算5次吸入或呼出气量的平均值。
（2)补吸气量 平静呼吸数次后，在一次平静吸气末，再继续吸气直至不能再吸气为止，所吸的气量（小直格数×100ml)即为补吸气量。
（3)补呼气量 平静呼吸数次后，在一次平静呼气末再继续呼气直至不能再呼为止，所呼出的气量即为补呼气量。
（4)肺活量 平静呼吸数次后，受试者尽力作最大吸气后，作最大限度的呼气，所呼出的气量即为肺活量。重复2～3次。取最大一次的肺活量记录。
2．时间肺活量
（1)肺量计内重新装新鲜空气4L～5L。调节好笔尖位置以便描记。
（2)受试者口衔吹嘴，夹住鼻子，用口呼吸。开动慢鼓（0.83mm/s)，记录平静呼吸3～4次后，令受试者作最大限度的吸气，在吸气之末屏气1s～2s，此时开动快鼓（25mm/s)，然后用最快的速度作用力深呼气，直到不能再呼为止。随即停止走纸。从记录纸上测出第一、第二和第三秒钟内的呼出气量，并计算它们各占全部呼出气量的百分率（图2-15)。
3．每分通气量和最大通气量
（1)每分通气量 每分通气量=潮气量×呼吸频率。
（2)最大通气量 受试者站立，先进行平静呼吸数次后，按主试者口令，在15s内尽力作最深最快呼吸。用50mm/min的走纸速度描记呼吸曲线， 15s内吸入或呼出的总气量×4即为最大通气量。
图2-14 肺活量组成成分分析曲线
1.潮气量 2.补吸气量 3.补呼气量 4.肺活量
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图2-15 时间肺活量曲线
【注意事项】
1．肺量计中的水应在实验前4h灌足，使水温与室温相平衡。橡皮吹嘴在实验前需用75﹪酒精棉球消毒后，浸于冷开水中备用。更换受试者时,应重新消毒。
2．每次测定前受试者都应练习几次，测定时受试者不应看着描笔呼吸。
3．碳酸钠钙变为黄色即不宜使用。
4．测定时应注意防止从鼻孔或口角漏气，以免影响测定结果。
【思考题】
1．根据各项指标的正常值，判断受试者的肺通气功能是否正常。
2．潮气量的测定为什么要取平均值？肺活量的测定为什么要取最大值？
3．肺活量的测定有何意义？与时间肺活量的测定的意义有何不同？
4．测定最大通气量时，为什么只进行15s深呼吸而不是1min?
5．如何评价肺容量与肺通气量？
（肖爱娇 崔艳茹)
实验10 家兔膈神经放电
【实验目的】
1．学习引导兔在体膈神经放电的电生理学实验方法。
2．观察膈神经自发放电与呼吸运动的关系。
【实验原理】
呼吸运动的节律来源于呼吸中枢，呼吸肌属于骨骼肌，其活动依赖膈神经和肋间神经的支配。脑干呼吸中枢的节律性活动通过膈神经和肋间神经下传至膈肌和肋间肌，从而产生节律性呼吸肌舒缩活动，引起呼吸运动。因此引导膈神经传出纤维的放电，可直接反映脑干呼吸中枢的活动，同时能加深对呼吸运动调节的认识。
【实验对象】
家兔。
【实验用品】
哺乳类动物手术器械，生物信号采集处理系统，兔手术台，气管插管，神经放电引导电极，压力换能器或呼吸换能器，固定支架，U型皮兜固定架，注射器（30ml，20ml，lml)，50cm长橡皮管一条，玻璃分针，二氧化碳气囊，20﹪氨基甲酸乙酯，生理盐水，液体石蜡（加温至 38℃～40℃)，尼可刹米注射液。
【实验步骤】
1．手术
（1)麻醉和固定 用20﹪氨基甲酸乙酯5ml／kg体重由兔耳缘静脉注射，待动物麻醉后，取仰卧位固定于兔手术台上。
（2)气管插管 剪去颈部兔毛，沿颈部正中切开皮肤，用止血钳钝性分离气管，在甲状软骨以下剪开气管，插入Y形气管插管，用棉线将气管插管结扎固定。气管插管的两个侧管各连接一3cm长的橡皮管。将插气管插管的一个侧管的尾端的塑料套管连到压力换能器（套管内不充灌生理盐水)上。
（3)分离颈部膈神经 膈神经由第4、5颈神经的腹支汇合而成。先将动物头颈略倾向对侧，用止血钳在术侧颈外静脉与胸锁乳突肌之间向深处分离直至见到粗大横行的臂丛神经丛。在臂丛的内侧有一条较细的由颈4、5脊神经分出的如细线般的神经分支，即为膈神经。膈神经横过臂丛神经并和它交叉，向后内侧行走，贴在前斜角肌腹缘表面，与气管平行进入胸腔。用玻璃分针在臂丛上方分离膈神经2cm～3cm，穿线置外周端（近心脏)备用。
（4)分离迷走神经 分离两侧迷走神经，穿线备用。
（5)安置电极 颈部另一侧接地。借助于U型架作好皮兜，并注入38℃液体石蜡保温，防止神经干燥。用玻璃分针将膈神经放至引导电极上。注意神经不可牵拉过紧，引导电极应悬空，不要触及周围组织。
2. 连接实验仪器装置
（1)神经放电引导电极接到生物信号采集处理系统第1通道上，记录膈神经放电。
（2)压力换能器或呼吸换能器输入到生物信号采集处理系统第2通道上，记录呼吸运动变化。
（3)打开计算机，启动生物实验处理系统，点击菜单“实验模块”，进入“呼吸实验—膈神经放电”。参数设置见表2-8（可根据实验实际情况调整各参数)。再点击菜单“实验设置”，选择“监听-打开监听”，并确定。
表2-8 仪器参数设置表
| 参数 | MSP600 | Medlab系统 | BL-410系统 | |
| 采 样 参 数 | 显示方式 扫描速度 采样间隔 X轴压缩比 通道 DC/AC 处理名称 放大倍数(增益) Y轴压缩比 滤波 | 同步触发示波 通道1 DC 神经放电 5000 1kHz | 记录仪 25µs 20:1 通道1 通道3 AC DC 生物电放电 呼吸 500 500 64:1 4:1 | 2.5s/div 通道1 DC 张力 100 30Hz |
【观察项目】
1．正常呼吸时的膈神经放电 观察动物正常呼吸时的胸廓的运动、呼吸运动和膈神经放电曲线的关系，通过监听器监听与吸气运动相一致的膈神经放电声。膈神经放电见图2-16。
2．二氧化碳浓度升高后的膈神经放电 将CO2气囊上的注射器针头插入气管插管内，打开CO2气囊上的螺旋夹，气囊加压，使CO2冲入气管内，观察膈神经放电和呼吸运动的变化。
3．注射乳酸后的膈神经放电 由兔耳缘静脉注射3﹪乳酸2ml，观察膈神经放电与呼吸运动的变化。
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a：原始图 b：积分图
图2-16 兔膈神经群集性放电
4．增加无效腔时的膈神经放电 于气管插管的另一侧管上连接50cm长橡皮管一条，观察膈神经放电与呼吸运动的变化。出现明显效应后立即去掉橡皮管，待呼吸运动和膈神经放电曲线恢复正常后再进行下一项内容的观察。
5．注射尼可刹米后的膈神经放电 由兔耳缘静脉注入稀释的尼可刹米 lml（内含50mg)，观察膈神经放电和呼吸运动的变化。待呼吸运动和膈神经放电曲线恢复正常后再进行下一项内容的观察。
6．肺牵张反射时的膈神经放电
（1)肺扩张反射时的膈神经放电 观察一段正常呼吸运动后，在一次呼吸的吸气末，将气管插管的另一侧管（呼吸通气的侧管)连一30ml注射器（内装有20ml空气),同时将注射器内事先装好的20ml空气迅速注入肺内，使肺维持在扩张状态，观察呼吸运动和膈神经放电的变化。出现明显效应后立即放开堵塞口。
（2)肺缩小反射时的膈神经放电 当呼吸运动恢复后，于一次呼吸的呼气末，同上用注射器抽取肺内气体约20ml，使肺维持在萎缩状态，观察呼吸运动和膈神经放电的变化。出现明显效应后立即放开堵塞口。
（3)切断迷走神经前后的膈神经放电 先切断一侧迷走神经，观察呼吸运动和膈神经放电的变化。再切断另一侧迷走神经，观察呼吸运动和膈神经放电的变化。然后用中等强度电流刺激一侧迷走神经中枢端，再观察呼吸运动和膈神经放电的变化。在切断两侧迷走神经后，重复上述肺内注气和从肺内抽气的试验，观察呼吸运动及膈神经放电的改变。
【注意事项】
1．分离膈神经动作要轻柔，分离要干净，不要让凝血块或组织块粘着在神经上。
2．如气温暖和，可不作皮兜。改用温热液体石蜡条覆盖在神经上。
3．引导电极尽量放在膈神经远端，以便神经有损伤时可将电极移向近端。注意动物和仪器的接地良好，以避免电磁干扰对实验结果的影响。
4．每项试验做完，待膈神经放电和呼吸运动恢复后，方可继续下一项试验，以便前后对照。
5．膈神经放电的观察系其群集放电的频率、振幅。呼吸运动的观察是指它的频率和深度。
6．用注射器自肺内抽气时，切毋过多，以免引起动物死亡。
【思考题】
1．增高二氧化碳浓度、增加无效腔、注射尼可刹米、切断迷走神经干对呼吸运动的频率、深度和膈神经放电频率、振幅各有何影响？为什么？
2. 本实验结果能否说明膈神经放电与呼吸运动的关系？为什么？
3．膈神经与迷走神经在肺牵张反射中各起什么作用？试述黑-伯反射的反射弧及其生理意义。
4．试描述膈神经放电的形式。与减压神经放电形式相比较，有何不同？
（肖爱娇)
实验11 家兔呼吸运动的影响因素
【实验目的】
1．学习测定呼吸运动及胸膜腔内压的实验方法。
2．观察神经和体液因素对呼吸运动及胸膜腔内压的影响。
【实验原理】
正常节律性呼吸运动是呼吸中枢节律性活动的反映，是在中枢神经系统参与下，通过多种传入冲动的作用，反射性调节呼吸的频率和深度来完成的。其中较为重要的调节活动有呼吸中枢的直接调节和肺牵张反射、化学感受器等的反射性调节。因此体内外各种刺激可以作用于中枢或通过不同的感受器反射性地影响呼吸运动。
平静呼吸时，胸膜腔内压力虽然随着呼气和吸气而升降、随着呼吸深度的变化而变化，但其数值始终低于大气压力而为负值，故胸膜腔内压也称为胸内负压。
【实验对象】
家兔。
【实验用品】
哺乳类动物手术器械，兔手术台，气管插管，注射器（20ml，5ml)，50cm长橡皮管一条，生物信号采集处理系统，张力换能器，压力换能器，纱布，丝线，刺激电极，胸内插管或粗穿刺针头，碳酸钠钙瓶，20﹪氨基甲酸乙酯溶液或1﹪戊巴比妥钠，3﹪乳酸溶液，二氧化碳球囊，生理盐水。
【实验步骤】
1．手术
（1)麻醉和固定 用 20﹪氨基甲酸乙酯，按 5ml/kg体重（1g／kg体重)或用1﹪戊巴比妥钠，按3.0ml/kg～3.5ml/kg的剂量从兔耳缘静脉缓慢注入，待动物麻醉后，取仰卧位将兔固定于兔手术台上。
（2)气管插管 剪去颈部、剑突和右侧胸部的毛。沿颈部正中切开皮肤，用止血钳钝性分离气管，在甲状软骨以下剪开气管，插入Y形气管插管，用棉线将气管插管结扎固定。气管插管的两个侧管各连接一3cm长的橡皮管。（参见综合性实验8)
（3)分离迷走神经 在颈部分离出两侧迷走神经，在神经下穿线备用。手术完毕后用热生理盐水纱布覆盖手术伤口部位。（参见综合性实验8)
（4)游离剑突软骨 切开胸骨下端剑突部位的皮肤，并沿腹白线切开约2cm左右，打开腹腔。用纱布轻轻将内脏沿膈肌向下压；暴露出剑突软骨和剑突骨柄，辨认剑突内侧面附着的两块膈小肌，仔细分离剑突与膈小肌之间的组织并剪断剑突骨柄（注意压迫止血)，使剑突完全游离。此时可观察到剑突软骨完全跟随膈肌收缩而上下自由移动；此时用弯针钩住剑突软骨，使游离的膈小肌经剑突软骨和张力换能器相连接。
（5)插胸内套管 将胸内套管尾端的塑料套管连至压力换能器（套管内不充灌生理盐水)。在兔右胸腋前线第4～5肋骨之间，沿肋骨上缘作一长2cm的皮肤切口，用止血钳把插入点处的表层肌肉稍稍分离。将胸内插管的箭头形尖端从肋间插入胸膜腔后（此时可记录到曲线向零线下移位并随呼吸运动升高和降低，说明已插入胸膜腔内)，迅速旋转90º并向外牵引，使箭头形尖端的后缘紧贴胸廓内壁，将插管的长方形固定片同肋骨方向垂直，旋紧固定螺丝，胸膜腔将保持密封而不致漏气。
也可用粗的穿刺针头（如腰椎穿刺针)代替胸内套管，则操作更为方便，无需切开皮肤及分离表层肌肉。将穿刺针头尾端的塑料套管连至压力换能器（套管内不充灌生理盐水)，再将穿刺针头沿肋骨上缘顺肋骨方向斜插入胸膜腔，看到上述变化后，用胶布将针尾固定在胸部皮肤上，以防针头移位或滑出。
2．连接实验仪器装置
（1)张力换能器连至生物信号采集处理系统第1通道上，记录呼吸运动曲线。
（2)压力换能器连至生物信号采集处理系统第2通道上，记录胸膜腔内压曲线。
（3)打开计算机，启动生物信号采集处理系统，点击菜单“输入信号”，按计算机提示逐步进入呼吸运动的调节的实验项目。
【观察项目】
1．平静呼吸 记录正常呼吸运动和胸膜腔内压曲线，作为对照，观察曲线与呼吸运动的关系，比较吸气时和呼气时的胸膜腔内压，读出胸膜腔内压数值。
2．用力呼吸 在吸气末和呼气末，分别夹闭气管插管两侧管，此时动物虽用力呼吸，但不能呼出肺内气体或吸入外界气体，处于憋气的用力呼吸状态。观察和记录此时对呼吸运动和胸膜腔内压曲线的最大幅度，尤其观察用力呼气时胸膜腔内压是否高于大气压。
3．增加吸入气中二氧化碳浓度 将装有二氧化碳的球囊导气管口对准气管插管逐渐松开螺旋夹，使二氧化碳气流缓慢地随吸入气进入气管，观察高浓度二氧化碳对呼吸运动和胸膜腔内压曲线的影响。呼吸运动发生明显变化后，夹闭二氧化碳球囊，观察呼吸运动和胸膜腔内压曲线恢复的过程．
4．低氧 将气管插管的侧管通过碳酸钠钙瓶与盛有一定容量空气的气囊相连。这时家兔呼吸时，吸入气囊空气中的氧，但它呼出的二氧化碳被碳酸钠钙吸收。因此呼吸一段时间，气囊内的氧越来越少，但二氧化碳含量并没有增多。观察动物低氧时呼吸运动和胸膜腔内压曲线的变化情况。
5．增大无效腔 将50cm长的橡皮管用小玻璃管连接在侧管上，家兔通过此橡皮管进行呼吸。观察经一段时间后的呼吸运动和胸膜腔内压曲线变化。呼吸发生明显变化后即去掉橡皮管，使其恢复正常。
6．血中酸性物质增多 用5ml注射器，由耳缘静脉较快地注入3﹪乳酸2ml，观察此时呼吸运动和胸膜腔内压曲线的变化。
7．切断迷走神经 描记一段对照呼吸曲线后，先切断一侧迷走神经，观察呼吸运动和胸膜腔内压曲线有何变化。再切断另一侧迷走神经，观察呼吸运动和胸膜腔内压曲线的变化。然后用中等强度电流刺激一侧迷走神经中枢端，再观察呼吸运动和胸膜腔内压曲线的变化。
8．气胸 剪开前胸皮肤肌肉，切断肋骨，打开右侧胸腔，使胸膜腔与大气相通，引起气胸。观察肺组织萎缩、胸膜腔内压消失、呼吸运动曲线等的变化情况。
【注意事项】
1．气管插管时，应注意止血，并将气管分泌物清理干净。气管插管的侧管上的夹子在呼吸运动实验过程中不能更动，以便比较实验前、后呼吸运动和胸膜腔内压曲线的幅度变化。
2．每项观察项目前均应有正常描记曲线作为对照。每项观察时间不宜过长，出现效应后应立即去掉施加因素，待呼吸运动恢复正常后再进行下一项观察。
3．经耳缘静脉注射乳酸时，注意不要刺穿静脉，以免乳酸外漏，引起动物躁动。电极刺激迷走神经中枢端之前，一定要调整好刺激强度，以免因刺激强度过强而造成动物全身肌肉紧张，发生屏气，影响实验结果。
4．插胸内套管时，切口不宜过大，动作要迅速，以免过多空气漏入胸膜腔。如用穿刺针，不要插得过猛过深，以免刺破肺组织和血管，形成气胸和出血过多。如果穿刺针刺入较深而未见压力变化，应转动一下针头或变换一下角度或拔出，看针头是否被堵塞。此法虽简便易行，但针头易被血凝块或组织块所堵塞，应加以注意。
【思考题】
1. 平静呼吸时，如何确定呼吸运动曲线与吸气和呼气运动的对应关系？ 比较吸气、呼气、憋气时的胸膜腔内压。
2．二氧化碳增多、低氧和乳酸增多对呼吸运动有何影响？其作用途径有何不同？
3．在平静呼吸时，胸膜腔内压为何始终低于大气压？ 在什么情况下胸膜腔内压可高于大气压？
4.切断两侧迷走神经前后，呼吸运动有何变化？迷走神经在节律性呼吸运动中起什么作用？
（肖爱娇)
实验12 消化道平滑肌生理特性
【实验目的】
1．学习家兔离体小肠标本制作方法。
2．观察哺乳动物胃肠平滑肌运动的一般特性。
3．观察某些因素对离体小肠平滑肌活动的影响。
【实验原理】
在整个消化道中，除口、咽、食管上端和肛门外括约肌是骨骼肌外，其余部分都是由平滑肌组成的。消化道平滑肌的特性与骨骼肌不同，其兴奋性较骨骼肌为低，具有自动节律性、较大的伸展性，对牵张、温度和化学刺激比较敏感。胃肠平滑肌的收缩反应主要由副交感神经控制。肌细胞膜上富含M胆碱能受体，M受体激动剂和拮抗剂均可明显影响其收缩反应。本实验观察离体小肠平滑肌在模拟内环境（离子成分、晶体渗透压、酸碱度、温度、氧分压等方面类似于内环境)中的活动。同时研究某些神经、体液、化学物质以及温度改变消化道平滑肌自动节律性、伸展性等生理特性的影响。
【实验对象】
家兔。
【实验用品】
哺乳类动物手术器械，生物信号采集处理系统，恒温平滑肌槽或麦氏浴槽，氧气瓶，螺旋夹，张力换能器（量程为 25g以下)，烧杯，温度计，乳胶管，乐氏液，1:10000肾上腺素，1:10000乙酰胆碱，1mol/L氢氧化钠溶液，1:10000阿托品。
【实验步骤】
1．麦氏浴槽或恒温平滑肌槽的准备
（1)麦氏浴槽 将麦氏浴槽置于水浴装置内，水浴装置中水的温度恒定在38℃～39℃之间，在麦氏浴槽内盛38℃～39℃乐氏液，温度计悬挂在浴槽内，用以监测温度的变化。氧气瓶经乳胶管缓慢向浴槽底部通氧气，调节乳胶管上的螺旋夹，控制通氧气速度，使氧气气泡一个接一个地通过中心管，为乐氏液供氧（图2-17)。
|
槽的中心管加入乐氏液，外部容器中加装
温水，开启电源加热，浴槽温度将自动稳
定在38℃左右。将浴槽通气管与氧气瓶相
连接，调节橡皮管上的螺旋夹，使气泡一
个接一个地通过中心管，为乐氏液供氧。
2．离体小肠标本制作 用木锤猛击兔
头枕部，使其昏迷后，迅速剖开腹腔，以
胃幽门与十二指肠交界处为起点，先将肠
系膜沿肠缘剪去，再剪取2Ocm～3Ocm肠管。
肠段取出后，置于38℃左右乐氏液内轻轻
漂洗，在肠管外壁用手轻轻挤压以除去肠
管内容物。当肠腔内容物洗净后，用38℃
左右的乐氏液浸浴，当肠管出现明显活动时，
将其剪成约3cm长的肠段。实验时，取出一
段长约3cm～4cm的肠段，用线结扎其两端， 图2-17 离体肠段灌流装置
迅速将小肠一端的结扎线固定于通气管的挂
钩上，另一端固定于张力换能器上。适当调节换能器的高度，使肠段勿牵拉过紧或过松。调节通气橡皮胶管上的螺旋夹，使气泡逐个地逸出至浴管内，以供给标本足够的氧气。
3. 连接实验仪器装置 张力换能器接到生物信号采集处理系统第1通道上，记录离体小肠平滑肌的收缩曲线。
4．打开计算机，启动生物信号采集处理系统，点击菜单“实验模块”，按计算机提示逐步进入消化道平滑肌的生理特性的实验项目。参数设置见表2-9（可根据实验实际情况调整各参数)。
| 参数 | MSP600 | Medlab系统 | BL-410系统 | |
| 采 样 参 数 | 显示方式 扫描速度 采样间隔 X轴压缩比 通道 DC/AC 处理名称 放大倍数(增益) Y轴压缩比 滤波 | 同步触发示波 50ms 20:1 通道1 DC 张力 100 30Hz | 记录仪 50ms 20:1 通道2 DC 张力 50～100 4:1 | 2.5s/div 通道1 DC 张力 100 30Hz |
表2-9 仪器参数设置表
【观察项目】
1．自动节律性收缩曲线 描记一段离体小肠平滑肌的自动节律性收缩曲线。注意基线的水平，收缩曲线的基线升高，表示小肠平滑肌紧张性升高；相反，收缩曲线的基线下移，表示紧张性降低。同时应观察收缩曲线的节律、波形、频率和幅度。
2．温度的作用 将浴槽中的乐氏液更换成25℃乐氏液，观察收缩曲线的节律、波形、频率和幅度。再更换成42℃乐氏液，观察小肠平滑肌收缩曲线的变化。最后再更换成38℃乐氏液，待小肠平滑肌的收缩曲线恢复正常后，再进行以下各项实验（均在38℃条件下进行)。
3. 乙酰胆碱 用滴管向浴槽内滴1:10000乙酰胆碱溶液2滴，观察小肠平滑肌活动的变化。待作用明显后，立即从浴槽排水管放出含有乙酰胆碱的乐氏液，加入预先准备好的38℃乐氏液，如此反复冲洗3次，以洗涤或稀释残留的乙酰胆碱，使达到无效浓度。待小肠平滑肌的收缩曲线恢复至对照水平时，再进行下一项试验（以下各项均以同样方法进行洗涤)。
4．阿托品 用滴管向浴槽内滴入1:10000阿托品2～4滴，观察小肠平滑肌活动的变化。待作用明显后，再加入1：10000乙酰胆碱溶液2滴，观察小肠平滑肌的收缩曲线有无变化。
5．肾上腺素 在浴槽中加入1:10000肾上腺素溶液2滴，观察观察小肠平滑肌活动的变化。
6．盐酸 在浴槽中加1mol/L盐酸溶液2滴。观察小肠平滑肌的反应。待效果明显后立即更换新的乐氏液。
7．氢氧化钠的作用 在浴槽中加1mol/L 氢氧化钠溶液 2滴，观察小肠平滑肌的反应。待效果明显后立即更换新的乐氏液。
【注意事项】
1. 在加药之前应先准备好38℃乐氏液，以备实验中更换用液。
2．每次实验效果明显后，应立即更换浴槽内的乐氏液，并冲洗2～3次，以免平滑肌出现不可逆反应。
3．实验过程中应力求保持乐氏液的温度稳定、液面的高度固定、通氧速度恒定。实验中可根据平滑肌的反应曲线改变各药液的加入量，实验效果明显后，更换乐氏液要快，以免平滑肌出现不可逆反应。
【思考题】
1．胃肠平滑肌有哪些生理特性？
2．阿托品、乙酰胆碱、肾上腺素对小肠平滑肌的收缩曲线有何影响？根据哺乳类动物小肠平滑肌的神经支配及神经递质的知识，讨论这些药品引起小肠平滑肌收缩曲线改变的机制。
3．温度、酸碱度改变对小肠平滑肌收缩曲线有何影响？请讨论小肠内理化环境与小肠平滑肌生理特性间的关系。
4. 加入阿托品后再加入乙酰胆碱对小肠平滑肌的收缩曲线各有何影响？ 为什么？ 如将加药顺序颠倒，小肠平滑肌的收缩曲线将如何改变？ 为什么？
（肖爱娇)
实验13 大鼠胃运动的记录方法
【实验目的】
1．学习大鼠胃运动的记录方法。
2．观察胃的自主运动曲线，研究神经、体液因素对胃运动的影响。
【实验原理】
胃的运动受神经、体液因素的调节。各级脑中枢对胃运动的调节是通过交感神经和迷走神经传出的。在神经调节中，副交感神经通过释放乙酰胆碱使其运动加强，交感神经通过释放去甲肾上腺素使其运动减弱。体液因素乙酰胆碱、去甲肾上腺素对胃的运动也有影响。
【实验对象】
大鼠。
【实验用品】
哺乳类动物手术器械，鼠固定板，保护电极， 压力换能器，注射器（20ml，1ml)，高弹乳胶水囊，生物信号采集处理系统，20﹪氨基甲酸乙酯，1:10000乙酰胆碱，1:10000肾上腺素，阿托品，利血平注射液，生理盐水。
【实验步骤】
1．麻醉 将大鼠用20﹪氨基甲酸乙酯(1g/kg)腹腔注射麻醉, 待动物麻醉后, 进行实验。
2．分离膈下迷走神经 在靠近贲门部的食管周围分离迷走神经的腹侧支和背侧支。
3．将高弹乳胶水囊(容积约 0.5ml) 置于腺胃末端, 相当于胃窦部, 水囊一端连一聚乙烯管, 从腹壁引出与压力换能器联接, 后者与生物信号采集处理系统连接。
4．打开计算机，启动生物信号采集处理系统，点击菜单“实验模块”，按计算机提示逐步进入胃运动观察的实验项目。
5．记录胃运动 待胃运动曲线稳定20min～30min后，胃内基础压力维持在0.98kPa左右，开始记录。
【观察项目】
1．记录正常胃运动曲线 观察正常情况下的胃运动曲线。
2．刺激迷走神经 电刺激膈下迷走神经，观察、记录胃运动曲线。再切断膈下迷走神经, 观察、记录胃运动曲线。
3．阻断交感神经递质 实验组大鼠分别在实验前48 h (1.5 mg/kg)和24 h (5 mg/kg)两次腹腔注射利血平, 耗竭大鼠体内的交感神经递质去甲肾上腺素。观察胃运动的变化。
4．乙酰胆碱 在胃上滴加1:10000乙酰胆碱5～10滴，观察乙酰胆碱对胃运动的影响。在此基础上，滴加阿托品5～10滴，观察胃运动的变化。
5．肾上腺素 在胃上滴加1:10000肾上腺素5～10滴，观察肾上腺素对胃运动的影响。
【注意事项】
1．动物麻醉宜浅，可用低于5ml/kg体重的剂量进行麻醉。
2．避免牵拉腹内脏器，以免影响实验结果。
3．注意辨别膈下迷走神经，并进行钝性分离。
4．每项实验后，待胃运动曲线恢复正常后，再进行下一项实验。
【思考题】
1．刺激迷走神经对胃运动曲线有何影响？简述其作用机制。
2．乙酰胆碱、阿托品和肾上腺素对胃运动曲线各有何影响？为什么？
3. 利血平通过什么原理耗竭神经递质？
（肖爱娇)
实验14 小白鼠能量代谢的测定
【实验目的】
了解测定能量代谢的方法。
【实验原理】
机体内的能量代谢与耗氧量有特定的关系，可能通过测定一定时间内的耗氧量，间接地计算出能量代谢率。
【实验对象】
小白鼠。
【实验用品】
www.med126.com广口瓶，橡皮塞，玻璃管，橡皮管，弹簧夹，水检压计，10ml注射器，液体石蜡，计时器，碳酸钠钙（钠石灰)。
【实验步骤】
1．按图2-18连接实验装置：将广口瓶塞用打孔器打两个孔，插入玻璃管，在玻璃管上连接橡皮管，再用橡皮管分别连注射器和水检压计。用石蜡密封可能漏气的接口等处，使该装置连接严密而不漏气（在注射器内也应涂抹少量液体石蜡,以防止漏气)。注射器内装10ml空气。
2．将小白鼠放入广口瓶内，盖紧广口瓶瓶塞，打开A、B两夹。
【观察项目】
1. 测定4分钟的耗氧量：待小白鼠安静后,夹紧A、B两夹，记下时间。观察4分钟内水检压计所示压力的变化。由于小白鼠代谢消耗O2，而所产生的CO2又被钠石灰吸收，所以广口瓶内气体减少，因此可见广口瓶一侧的水柱升高。在4分钟末打开B夹，立刻将注射器内空气注入，使水检压计两侧液面相平为止。所注入空气量即是4分钟内小白鼠的耗氧量。重复三次取平均值。
2．计算：假定小白鼠所食为混合食物，呼吸商为0.82，每消耗1L氧所产生的热量为2.02×104J(4.825kcal)，那么把24小时总耗氧量乘以2.02×104J(4.825kcal)即得出24小时的产热量。
【注意事项】
1．钠石灰要新鲜干燥。
2．在实验开始前要预先检查实验装置是否漏气。
3．动物的能量代谢上、下午不同，与实验室温度也有关系，应予以注意。
【思考题】
1．间接测热法的原理是什么？
2．瓶中放钠石灰的作用是什么？为什么一定要用新鲜干燥的钠石灰？
(伍庆华)
实验15 影响家兔动脉血压、泌尿机能因素的观察
【实验目的】
学习哺乳动物动脉血压的直接测量方法，输尿管插管或膀胱插管技术，观察神经和体液因素对动脉血压、尿生成的影响，进一步认识和理解影响动脉血压、尿生成因素的作用机制。
【实验原理】
动脉血压是心血管功能活动的综合指标。正常心、血管的活动在神经、体液因素的调节控制下，保持相对稳定，动脉血压相对恒定。
尿生成过程包括肾小球滤过、肾小管和集合管重吸收及分泌、排泄过程。肾小球滤过作用受滤过膜通透性、肾小球有效滤过压和肾小球血浆流量等因素的影响。肾小管和集合管重吸收受小管液的溶质浓度和血液中血管升压素及肾素-血管紧张素-醛固酮系统等因素的影响。任何影响这些过程的因素都会影响尿量的变化。
因此通过改变神经、体液因素或施加药物，可同时观察动脉血压和尿量的改变，以间接反映诸因素对心血管功能活动和肾脏功能的调节及影响。如静脉注射去甲肾上腺素，主要激活α受体，因而使外周阻力增加，动脉血压增加。同时，使肾血管收缩，肾血流量减少，肾小球滤过减少，也可作用于近端肾小管和髓袢细胞膜上的肾上腺素能受体，增加近端小管和髓袢上皮细胞对Na+、Cl-和水的重吸收，使尿量减少。
【实验对象】
家兔。
【实验用品】
哺乳类动物手术器械，兔手术台，生物信号采集系统，保护电极，铁支架，试管夹，气管插管，动脉夹，三通开关，动脉导管，放血插管，注射器（lml，5ml，20ml)及针头，有色丝线，纱布，棉花，膀胱插管，输尿管导管（或细塑料管)， 1:10000去甲肾上腺素溶液，生理盐水，20﹪氨基甲酸乙酯，肝素生理盐水，0.1﹪肝素溶液，50﹪葡萄糖溶液，垂体后叶素，呋塞米，尿糖试纸。
【实验步骤】
1．手术
（1)动物的麻醉与固定 用20﹪氨基甲酸乙酯1g/kg体重（5ml/kg)由兔耳缘静脉注射。动物麻醉后，仰卧位固定于手术台上。
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⑶分离颈部神经和血管 在气管两侧辨别并分离颈总动脉、迷走神经、交感神经和减压神经(图2-19)。三条神经中，迷走神经最粗，交感神经次之，减压神经最细，常与交感神经紧贴在一起。分别在各神经下方穿以不同颜色的丝线备用。分离时特别注意不要过度牵拉，并随时用生理盐水湿润。颈总动脉下方穿两条线备用。
（4)插动脉插管 在气管旁分离两侧颈总动脉，静脉注射肝素（1OOOu/kg体重)以抗血凝。在左侧颈总动脉的近心端夹一动脉夹，并在动脉夹远心端距动脉夹约3cm处结扎。用小剪刀在结扎线的近侧剪一小口，向心脏方向插入充满肝素生理盐水的动脉插管（已连接血压换能器)。用备用的线结扎固定。
（5)输尿管插管法 腹部剪毛，自耻骨联合上缘沿正中线向上作一长约5cm的皮肤切口，再沿腹白线剪开腹壁和腹膜（勿损伤腹腔脏器)，找到膀胱，将膀胱向下翻出腹外。暴露膀胱三角，辨认输尿管，并向肾的方向仔细地分离两侧输尿管2cm～3cm。用线将输尿管近膀胱端结扎，然后在结扎上方的管壁处斜剪一小切口，把充满生理盐水的细塑料管向肾脏方向插入输尿管内，用线结扎、固定好。再以同样方法插好另一侧输尿管。两侧的细塑料插管可用Y形管连起来，然后连到记滴器上记滴。此时，可看到尿液从细塑料管中慢慢逐滴流出。手术完毕后，将膀胱与脏器送回腹腔，用温生理盐水纱布覆盖在腹部创口上，以保持腹腔内温度。
也可用膀胱插管法导尿：同上述输尿管插管法，切开腹壁将膀胱轻移至腹壁上。先辨认膀胱和输尿管的解剖部位，用棉线结扎膀胱颈部，以阻断它与尿道的通路，然后在膀胱顶部选择血管较少处剪一纵行小切口，插入膀胱插管（可用一滴管代替)，插管口最好正对着输尿管在膀胱的入口处，但不要紧贴膀胱后壁而堵塞输尿管。将切口边缘用线固定在管壁上。膀胱插管的另一端用导管连接至记滴器记滴。此时，可看到尿液从插管中缓慢逐滴流出。手术完毕后，用温热的生理盐水纱布覆盖在腹部的膀胱与脏器上，以保持温度。
（6)股动脉插管 在后肢腹股沟部切开皮肤3cm～5cm，用血管钳分离皮下组织及筋膜，可看到股神经、股静脉和股动脉，股动脉的位置在中间偏后，恰被股神经和股静脉所遮盖。小心分离出股动脉约2cm～3cm，穿线备用。用两个动脉夹分别夹闭末梢端和近心端，在两个动脉夹之间剪一斜口，向近心端方向插入股动脉插管，并结扎固定；插管所连导管的末端置于量杯中，为防止血液凝固，可在量杯中加入少许肝素。
2．连接实验仪器装置
将压力换能器固定在铁支架上，换能器的位置大致与心脏在同一水平。将动脉导管经三通开关与压力换能器正中的一个输入接口相连，压力换能器侧管上的输入接口与另一三通开关连接。压力换能器的输入信号插头与生物信号采集系统的信号放大器输入盒的某通道相连。用注射器通过三通开关向压力换能器及动脉导管内注满肝素生理盐水，排尽气泡，然后关闭三通开关备用。将刺激电极输入端与生物信号采集系统或电刺激器的刺激输出口相连，将刺激电极输出端与保护电极相连。
打开计算机启动生物信号采集系统，点击菜单“实验模块”，按计算机提示逐步进入影响尿生成的因素的实验项目，在“增减通道”选择“通道2”，进入压力实验项目。小心松开动脉夹，即可记录动脉血压曲线，尿量情况。
【观察项目】
l．记录动脉血压曲线（kPa)和基础尿量（滴/分钟) 记录动脉血压曲线（kPa)同步记录实验前动物的基础尿量（滴/分钟)作为正常对照数据。
2．注射生理盐水 从耳缘静脉迅速注入37℃生理盐水20ml，观察记录动脉血压、尿量的变化。
3. 注射50﹪葡萄糖溶液 用尿糖试纸接取1滴尿液进行尿糖测定（见附注)，然后从耳缘静脉注射50﹪葡萄糖溶液5ml，观察记录动脉血压、尿量的变化。在尿量明显增多时，再用尿糖试纸接取1滴尿液进行尿糖测定。
4. 注射垂体后叶素 从耳缘静脉注射垂体后叶素2单位，观察记录动脉血压、尿量的变化。
5. 静脉注射呋塞米 从耳缘静脉注射呋塞米（5mg/kg体重)，观察记录动脉血压、尿量的变化。
6. 静脉注射去甲肾上腺素 由耳缘静脉注入1:10000去甲肾上腺素0.3ml，观察记录动脉血压、尿量的变化。
7．夹闭颈总动脉 用动脉夹夹闭右侧颈总动脉15s，观察记录动脉血压、尿量的变化。
8. 电刺激减压神经 用设置的串刺激刺激减压神经，观察记录动脉血压、尿量的变化。在神经中部双结扎并中间剪断，分别刺激其中枢端与外周端，观察记录动脉血压、尿量的变化。
9．电刺激迷走神经 结扎并剪断右侧迷走神经．电刺激其外周端，观察记录动脉血压、尿量的变化。
10．动脉插管放血 分离一侧股动脉，插管放血，使动脉血压迅速下降至10.7 kPa以下，观察记录动脉血压、尿量的变化。当停止放血后，继续记录一段时间。
11. 补充循环血量 从耳缘静脉注入37℃生理盐水以补充循环血量，观察记录动脉血压、尿量的变化。
【注意事项】
1．麻醉药注射量要准，速度要慢，同时注意呼吸变化，以免过量引起动物死亡。如实验时间过长，动物苏醒挣扎，可适量补充麻醉药。
2．在整个实验过程中，要保持动脉插管与动脉方向一致，防止刺破血管或引起压力传递障碍。
3．注意保护神经不要过度牵拉，并经常保持湿润。
4．为保证动物在实验时有充分的尿液排出，实验前应给家兔多喂青菜，或用橡皮导管向胃灌入清水40ml～50ml，以增加其基础尿量。
5. 手术操作要轻柔，腹部切口不可过大，不要过度牵拉输尿管，以免因输尿管挛缩而不能导出尿液。剪腹膜时，注意勿伤及内脏。
6．输尿管插管时，应仔细辨认输尿管，要将插管插入输尿管管腔内，注意不要插入管壁与周围结缔组织间，也不要扭曲输尿管，否则可能会妨碍尿液排出。
7. 本实验需多次兔耳缘静脉注射，故需注意保护耳缘静脉，开始注射时应尽量从耳尖部位开始，再逐步向耳根移行，以免造成后期注射困难，或选用小儿头皮针刺入耳缘静脉固定，以便于多次注射使用。
8. 每项实验前均应有对照数据和记录，原则上是前一项药物作用基本消失，尿量和血压基本恢复到正常水平后再进行下一项实验。
9．盛接动脉放血的容器应加入一定量的肝素抗凝，并在放血过程中，轻轻摇动容器以使肝素与血液均匀地混合。
【思考题】
1．夹闭一侧颈总动脉，血压发生什么变化？机制如何？
2．刺激兔完整的降减压神经及其中枢端和外周端，血压各有何变化？为什么？
3．为何预先切断迷走神经，再刺激其外周端？血压有何变化？为什么？
4．尿的生成受哪些因素的影响或调节？其机制是什么？
5. 注射50﹪葡萄糖溶液前后为什么要作尿糖定性试验？ 尿糖和尿量之间有何关系？
6.分析上述各实验结果的原因。
【附注】 尿糖试验方法 用 “尿糖试纸”测定尿中葡萄糖。取一条试纸，用试纸的粉红色测试区沾取一滴刚流出的新鲜尿液，观察粉红色测试区的颜色，若粉红色测试区转为暗红色或黑色，则表示尿糖实验阳性（尿糖含量可经比色卡测知)。若粉红色测试区颜色不变，则为尿糖阴性（-)。
(伍庆华)
实验16 去小脑动物的观察
【实验目的】
观察毁坏小白鼠一侧小脑后肌紧张和平衡功能障碍现象，了解小脑对躯体运动的调节机能。
【实验原理】
小脑是躯体运动的重要调节中枢之一，它与大脑皮质运动区、脑干网状结构、脊髓和前庭器官有广泛的联系。古小脑（绒球小结叶)调节身体的平衡；旧小脑参与调节肌紧张和随意运动的协调，新小脑参与随意运动的设计。小脑损伤后可发生躯体运动障碍，表现为身体平衡失调，肌张力增强或减弱以及共济失调等症状。
【实验对象】
小白鼠。
【实验用品】
哺乳类动物手术器械，鼠手术台，探针，干棉球，纱布，200ml烧杯，乙醚。
【实验步骤】
1．术前观察 手术前观察正常小鼠的运动情况(姿势、肌张力和运动的表现)。
2．麻醉 将小白鼠罩于烧杯内，然后放入一团浸透乙醚的棉球，待其呼吸变为深而慢且不再有随意运动时，将其取出。
3．手术 将小白鼠俯卧于鼠台上，用镊子提起头部皮肤，用剪刀在两耳之间头正中横剪一小口，再沿正中线向前方剪开长约1cm, 向后剪至枕部耳后缘水平，将头部固定，用手术刀背剥离颈肌，暴露顶间骨，通过透明的颅骨可看到顶间骨下方的小脑，再从顶间骨一侧的正中，用探针垂直刺入深约3mm～4mm，再将探针稍作搅动，以破坏该侧小脑。探针拔出后用棉球压迫止血（图2-20)。
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待小白鼠清醒后观察其运动情况，观察行走是否平衡，有无旋转或翻滚，站立姿势以及肢体肌紧张度的变化。
【注意事项】
1．麻醉不可过深，以防死亡，也不要完全密闭烧杯，避免窒息死亡。
2．捣毁小脑时不可刺入过深，以免伤及中脑、延髓或对侧小脑，也不能过浅，小脑未被损伤，反而成为刺激作用。
3．手术时应被免损伤硬脑膜窦，注意止血。
【思考题】
1．一侧小脑损伤会导致动物躯体运动和站立姿势发生何种变化？为什么？
2．小脑在调节躯体运动中有哪些功能？
3．从本实验说明小脑萎缩有何临床表现？
(伍庆华)
实验17 兔大脑皮层运动区的刺激效应及去大脑僵直
【实验目的】
1．通过电刺激兔大脑皮层不同部位，观察大脑皮层运动区的刺激效应，了解皮层运动区对躯体运动的调节作用。
2．观察去大脑僵直现象，了解高位中枢对肌紧张的调节作用。
【实验原理】
1．大脑皮层运动区是调节躯体运动机能的高级中枢，在人和高等动物它主要位于中央前回和运动前区。它通过锥体系及锥体外系下行通路，控制脑干和脊髓运动神经元的活动，从而控制肌肉运动。这些皮层部位呈有秩序的排列，称为皮层运动区机能定位或运动的躯体定位结构。在大脑皮层运动区有精细的功能定位，电刺激大脑皮层运动区不同部位，能引起特定的肌肉或肌群收缩。功能代表区的大小与运动的精细复杂程度有关，运动愈精细和（或)愈复杂的肌肉，其代表区的面积愈大。在较低等的哺乳动物，如兔和大鼠，其大脑皮层运动区机能定位已初步形成，因此可以借以了解高等动物的大脑皮层运动机能的生理特性。
2．中枢神经系统主要是脑干及其以上结构对伸肌的紧张性具有易化和抑制两种作用，通过这两种作用调节着伸肌的紧张程度，以维持姿势和协调机体的运动。脑干网状结构是这两种作用发生功能联系的一个重要整合机构。如在动物中脑上、下丘之间切断动物的脑干（该动物称为去大脑动物)，则抑制肌紧张的作用减弱而易化肌紧张的作用相对加强，表现为动物的四肢伸直，头尾昂起，脊柱挺硬，即角弓反张的现象，这是一种伸肌紧张亢进状态，称为去大脑僵直。进一步可用实验的方法证明去大脑僵直形成的脊髓通路。
【实验对象】
家兔。
【实验用品】
哺乳类动物手术器械，颅骨钻，小咬骨钳，明胶海绵，纱布，生理盐水，20﹪氨基甲酸乙酯，气管插管，丝线，电刺激器，同心圆电极，骨蜡，液体石蜡。
【实验步骤】
1．麻醉动物 耳缘静脉注射20﹪氨基甲酸乙酯4ml/kg体重，达到浅麻醉状态。
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3．头部手术
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【观察项目】
1．将同心圆电极的连线与电刺激器相连。参考电极放于兔的背部，剪去此处的毛并用少许生理盐水湿润以便接触良好。用同心圆电极接触到皮层表面，逐点刺激一侧大脑皮层的不同部位。
2．刺激参数：波宽0.1ms～0.2ms，刺激频率20Hz～50Hz，刺激强度10V～20V，每次刺激持续5s～10s，每次刺激后休息1min～2min。观察刺激不同部位引起的肢体和头面部运动的情况，并将观察的结果标记在皮层轮廓图上(图2-21)。
3．在另一侧大脑皮层重复上述实验。
4．将兔摆放成侧卧位，几分钟后可见兔的躯干和四肢逐渐变硬伸直，前肢较后肢更明显，头昂举，尾上翘，呈角弓反张状态，即为去大脑僵直现象（图2-22)。
5．明显的僵直现象出现后，在下丘稍后方再次切断脑干，观察肌紧张变化。
【注意事项】
1．动物麻醉不宜过深，也不宜过浅，呈中等麻醉状态，即表现为动物瞳孔扩大，夹趾反应引起的屈肌反射减弱，肌张力中度松弛而不是显著松弛，角膜反射明显减弱而不是完全消失。术中动物挣扎可给少许局部麻醉。
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3．刺激点自头部前端向后部，自内向外按顺序刺激，每隔0.5mm为一点，每次刺激由弱渐强，以出现反应为度，每次刺激持续5s～10s才能确定有无反应， 因为刺激大脑皮层引起骨骼肌收缩的潜伏期较长。
4．颅骨扩大创面出血较多时，可先行短暂夹闭双侧颈总动脉，开颅术后即松开动脉夹恢复血流。
5．刺激电极间距宜小，但勿短路。
6．咬骨接近骨中线和枕骨时尤需防止伤及矢状窦而致大出血，应暂时保留矢状窦处的颅骨，细心将矢状窦与头骨内壁剥离，然后再轻轻去除保留的颅骨，并在矢状窦的前后两端各穿一线结扎。
7．横断脑干几分钟后，僵直仍不明显时，可试用牵拉四肢（肢体伸肌传入)，扭动颈部（颈肌传入)，动物仰卧（前庭传入)等办法，使僵直易于出现。
8．切断部位要准确，过低将伤及延髓，导致呼吸停止，过高则不出现去大脑僵直现象。如动物横断脑干后5min～10min仍不出现僵直现象，呼吸尚平稳，可在原切断面再向后2mm处重新再切一刀。
【思考题】
1．为什么刺激大脑皮层引起的肢体运动往往有左右交叉现象？
2．根据实验结果，分析大脑皮层运动区有何特征？
3．刺激大脑皮层引起骨骼肌收缩的神经路径是什么？
4．产生去大脑僵直的机制是什么？
5．什么叫α僵直和γ僵直？去大脑僵直应属于哪种僵直？为什么？
6．将动物脊髓的背根切断，会出现什么结果？
（伍庆华)
实验18 耳蜗微音器电位和听神经动作电位
【实验目的】
1．了解耳蜗微音器电位的记录方法。
2．观察微音器电位与听神经动作电位的特点及关系。
3．理解微音器电位和微音器效应的原理。
【实验原理】
耳蜗是听觉系统的感音换能部位，当受到刺激后，可由置于耳蜗及其附近的电极引导出一系列电位波动，主要包括耳蜗微音器电位和听神经复合动作电位。微音器电位实际是耳蜗内的毛细胞将声波刺激的机械能转换为听神经冲动过程中所产生的感受器电位，其特点是其波形、频率、位相等均与刺激的声波一致，电位的幅度随声音刺激的强度而升高，无潜伏期，无不应期，不易发生疲劳和适应。听神经动作电位是继微音器电位后出现的一组双向电位波动，是众多听神经的复合动作电位，其幅度随声音刺激强度而增高。其电位大小能反应被兴奋的神经纤维数目的多少。
【实验对象】
豚鼠。
【实验用品】
哺乳类动物手术器械，小骨钻，引导电极（涂有绝缘层的针灸针或银球电极)，参考电极与接地电极（用针灸针代替)，蛙板，生物信号采集系统，扬声器或耳塞，烧杯，纱布，注射器，胶泥，20﹪氨基甲酸乙酯。
【实验步骤】
1．耳部手术 取体重约300g～400g健康的幼年豚鼠，用20﹪氨基甲酸乙酯按5ml/kg体重腹腔注射麻醉，将已麻醉的豚鼠侧卧于蛙板上，剪去上面一侧耳后部毛，沿耳廓根部的后部切开皮肤，分离皮下组织，刮净肌肉，暴露颞骨乳突部，用小骨钻在乳突上钻一小孔，再仔细扩大为直径为3mm～4mm的骨孔，该孔内部即为鼓室。
2．安放电极 将豚鼠头部侧握于左手，用右手把银球电极前端稍稍弯曲，并将电极从骨孔插向深部，轻轻地安放在圆窗膜上（在骨孔前内侧壁有一直径约0.2cm的小孔，其上封闭的膜即为圆窗膜)，使银球与圆窗膜相接触，并用胶泥固定，参考电极置于手术切口肌肉或皮肤上，接地电极插入动物前肢（图2-23)。
3．连接实验仪器装置 将电极（引导、参考、接地电极)与MSP600生物信号采集系统的某一通道接口相连（红色夹子夹引导电极，白色夹子夹参考电极，黑色夹子夹接地电极)，刺激输出端与耳塞相连。
4．打开计算机，启动生物信号采集系统，点击菜单“实验模块”，按计算机提示逐步进入记录耳蜗微音器电位的实验项目。选择相应的采样参数和刺激参数进行实验(表2-10)。
【观察项目】
1．短声刺激 将耳机对准动物外耳道，启动刺激器输出，调节幅度，给予动物适当的短声刺激。在屏幕上可看到刺激伪迹后的微音器电位，以及在它后面的听神经动作电位。反转刺激器输出的极性或交换耳机两端的接线改变声音的相位，可看到微音器电位的相位倒转180°，而听神经动作电位的相位没有变化。
2．语音刺激 直接对豚鼠外耳道说话或唱歌，采用连续采样方式采样，在屏幕上可见到与所给声音的频率和振幅相应的电位变化。
表2-10 仪 器 参 数 设 置 表
| 系统 | 采样参数 | 刺激参数 | |||
| MSP600 | 增益 时间常数 滤波 | 2000 0.01 3kHz | 模式 方式 波形 延时 波宽 强度 | 弱电压刺激 单刺激 矩形波 100.00ms 1.00ms 3.000V | |
| MedLab | 显示方式 采样间隔 X轴压缩比 通道 DC/AC 处理名称 放大倍数 Y轴压缩比 | 示波器（叠加触发) 20μs 50:1 通道1 通道4 AC 记录刺激标记 耳蜗电位 刺激标记 10 000 5～50 4:1 64:1 | 刺激模式 主周期 波宽 幅度 间隔 脉冲数 延时 周期数 | 主周期刺激 ２Ｓ 0.1ms 0.5V 50ms 1 1ms 连续 | |
| BL-410 | 放大倍数 时间常数 滤波 扫描速度 | 2000 0.1s 1kHz 10 ms/div | 刺激方式 幅度 波宽 延时 | 单刺激 3V 1ms 100ms | |
【注意事项】
1．挑选豚鼠时可击掌测试其反应，选取听觉灵敏度较好的动物
2．骨孔周围组织必须刮净，避免产生渗出液进入鼓室而影响试验。
3．引导电极注意绝缘，防止发生短路。
4．安置引导电极时，应谨慎精确，线路事先安装好，电极沿水平再稍向内，上前方正好接触圆窗的后外沿即可，切勿将圆窗膜戳破，以免淋巴流出，使电位减小和实验时程缩短。
【思考题】
1．何谓微音器电位？试解释其产生原理。
2．微音器电位和听神经动作电位有何特点、区别与联系？
(伍庆华)
实验19 肾上腺摘除动物的观察
【实验目的】
1．学习肾上腺摘除的方法。
2．通过观察摘除肾上腺，造成动物肾上腺功能缺损，对动物存活率、姿态活动、肌肉紧张度及游泳运动的影响，了解肾上腺的重要生理功能。
【实验原理】
肾上腺分皮质和髓质两部分。肾上腺皮质分泌的激素与水盐代谢和物质代谢和应激功能密切相关，为维持机体生命活动所必需。而肾上腺髓质的内分泌功能是通过嗜铬细胞分泌肾上腺素和去甲肾上腺素来实现的。动物摘除肾上腺后，肾上腺皮质功能失调现象会迅速出现，而肾上腺髓质功能失调现象对机体的影响较小。
【实验对象】
小白鼠或大白鼠。
【实验用品】
手术器械一套，蛙板，大烧杯（500ml)，秒表，冰水，动物秤，棉球，生理盐水，75﹪乙醇，乙醚。
【实验步骤】
1．动物分组 选择成熟、健康体重30g的小白鼠（大白鼠体重150g～200g)20只，分别称重编号后分为对照组和实验组，每组各10只，雌雄数量各半。
2．摘除动物两侧肾上腺
（1)取实验组小白鼠（大白鼠)用乙醚麻醉后，取俯卧位固定于蛙板上，剪去背部的
毛。
（2)在小白鼠（大白鼠)背部胸腰椎交界处正中线作一长约1cm～2cm的皮肤切口。
（3)牵动皮肤切口，暴露左侧肋骨下缘靠肋脊角处，分离肌肉，直至腹腔内，略将内脏上推，找到肾脏，在肾脏上方靠脊柱侧，可见一粉黄色的肾上腺。
（4)用眼科镊将肾上腺摘除，注意不要弄破被膜。如有出血以小棉球轻压止血。
（5)同法摘除对侧肾上腺。
（6)缝合背部切口，并用75﹪乙醇消毒。
（7)对照组小白鼠（大白鼠)也进行与实验组相同的手术创伤，但不摘除肾上腺。
3．术后动物饲养 术后两组动物在相同条件下饲养1周，室温应尽量保持在20℃～25℃，喂以高热量和高蛋白饲料，饮水供应充分。
【观察项目】
1．观察肾上腺摘除对动物存活率的影响 动物经上述手术后饲养7d，于第8d分别统计两组动物的存活率，并将存活的动物分别称体重。比较实验组与对照组的存活率和体重增减情况。
2．观察肾上腺摘除对禁食2d的动物的姿态活动及肌肉紧张度的影响 对术后饲养7d仍存活的动物从第8d起停止喂食，只供饮水2d，第10d分别从实验组和对照组各取动物2只，置于实验桌上，观察比较它们经过2d禁食后活动姿态及肌肉紧张度等方面情况。
3．观察肾上腺摘除对动物游泳运动的影响 将禁食2d的两组动物各取3只投入盛由4℃～5℃冷水的烧杯中，并按动秒表记录各组动物在水中的游泳时间，直至该组动物全部溺水下沉时止。比较两组动物游泳运动时间。
4．观察动物游泳运动后恢复情况 将溺水下沉的动物及时捞起后，分别观察记录两组动物恢复活动的时间和活动情况，并进行比较。
【注意事项】
1．麻醉勿过深。
2．进行肾上腺摘除术时动作要轻柔，勿用力按压动物，以避免动物窒息致死。
3．分离背部肌层，寻找肾上腺时，注意避开该处附近的血管，尽量减少出血。
4．术后的动物尽可能分笼单独饲养，以免其互相撕咬致死。
5．保持实验组和对照组动物饲养的自然环境相同。
6．不要损害肾上腺的完整，剥离时要结扎血管后再剥离。
【思考题】
1．摘除肾上腺后的动物与保留肾上腺的动物在冷水中的游泳能力及溺水后恢复活动的时间有何差异？分析其原因。
2．如果只摘除动物的肾上腺髓质而保留皮质，其对寒冷刺激的耐受力如何？为什么？
3．根据实验说明了肾上腺具有什么功能？
(伍庆华)
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