第五章  动物实验的基本操作技术

动物实验的基本操作技术的内容十分广泛，是实验人员组织实施一项实验学研究的基本功。针对教学实验的基本要求，我们列举了如下最为基本的操作技术。这些操作技术，对完成综合性实验及其他科学实验研究均有重要作用。

第一节  实验动物的捉拿、固定和编号方法

在基础医学实验中，正确捉拿与固定动物，是实验工作的基础，也是实验顺利进行的保证。掌握正确捉拿、固定动物的目的就是防止实验者被动物咬伤抓伤，同时也是为了维持动物的正常生理活动，从而不影响实验观察结果。

一、实验动物的捉拿与固定方法

在基础医学实验中，最常用的动物有小鼠、大鼠、豚鼠、蟾蜍、蛙、家兔和犬，现分别就其捉拿与固定方法依次予以介绍。

1. 小鼠

捉拿时先用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，在其向前爬行时，右手向后拉尾(图5-1)，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和头颈部皮肤，将其置于左手心中，拉直四肢并用左手无名指压紧尾和后肢(图5-2)，右手即可作注射或其他实验操作。取尾血及尾静脉注射时，可将小鼠固定在金属或木制的固定器上(图5-11)。

图5-1图5-2  

2. 大鼠 

方法基本与捉拿小鼠相同，但实验者事先应戴帆布防护手套。用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，抓住鼠尾向后轻拉，左手拇指和食指抓紧两耳和头颈部皮肤，余下三指紧捏鼠背部皮肤，如果大鼠后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住，将整个鼠固定在左手中，右手进行操作。若进行手术或解剖，则应事先麻醉或处死，然后用棉线活结缚四肢，用棉线固定门齿，背卧位固定在大鼠固定板上。需取尾血及尾静脉注射时，可将其固定在大鼠固定盒里，将鼠尾留在外面供实验操作。

3. 豚鼠 

豚鼠具有胆小易惊的特性，因此抓取时要求快、稳、准。一般方法是：先用右手掌迅速、轻轻地扣住豚鼠背部，抓住其肩中上方，以拇指和食指环握颈部，对于体型较大或怀孕的豚鼠，可用另一只手托住其臀部(图5-3、图5-4)。

		图5-4

图5-3  

4. 蛙和蟾蜍 

用左手将动物贴紧在手掌中，并以左手中指、无名指、小指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左、右前肢，右手进行操作。根据实验需要，可用图钉，采取俯卧位或仰卧位固定在蛙板上。抓取蟾蜍时，禁忌挤压两侧耳部毒腺，以免毒液射入眼中。

5.家兔 

用右手把两耳轻轻地压于手心内，同时抓住颈部的被毛与皮肤。用左手托住其臀部，使其躯干的重量大部分集中在左手上(图5-5)，然后按实验要求固定。做家兔耳血管注射或取血时，可用家兔盒固定。作各种手术时，可将家兔麻醉后固定在手术台上。固定方式分仰卧位和俯卧位，仰卧位固定时，四肢用粗棉线固定，头用家兔头固定夹固定或用棉线钩住家兔门齿后再固定在家兔台头端柱子上（图5-6)。进行头颅部手术时，多采用仰卧位固定配合马蹄形固定器进行。

  图5-5图5-6  

5. 犬 

抓取犬时，需要用特制的长柄钳夹夹住其颈部，套上犬链，然后根据不同的实验要求将其固定。犬嘴的捆绑方法：取一圆形铁柱管(直径约1cm，长25cm，可用万能支架上的铁柱管代替)横贯置于犬齿后部的上下颌之间，用较宽的纱布从下颌绕到上颌打第1个结扣后，纱布的两端在铁柱管的两端靠犬的头部绕两圈固定。待固定牢靠后，纱布再绕向下颌打第2结扣，在铁柱管的两端靠犬的头部绕2圈固定，最后再绕到头颈后打第3个结扣。固定好后，可用手试着拉动或移动铁柱管，如铁柱管牢固，则证明犬嘴捆绑正确，否则需重新捆绑。如实验需要静脉注射时，可先使动物麻醉后再取下长柄夹，解绑，把动物放在实验台上，按实验要求固定。

二、注意事项

1捉拿固定某一动物之前，要对该动物的习性有一定的了解。

2捉拿固定动物时须小心谨慎，大胆果断，但切不可粗暴。

3大鼠牙齿锋利，为避免咬伤，捉拿动作要轻，不可鲁莽，如果大鼠过于凶猛，可待其安静后，再捉拿或用卵圆钳夹鼠颈部抓取。

4捉拿动物过程中要以规范性的方法抓取和固定动物，要避免因动作粗暴而造成动物的损伤。例如家兔这样的动物，不能采用抓双耳或抓提腹部的错误捉拿方法。

5抓取大鼠或小鼠尾部时动作要轻，防止拉断鼠尾。不可提起动物玩耍!提起动物后，应迅速放在粗糙台面上。

6捉拿动物过程中应防止被动物咬伤，若不慎被动物咬伤、抓伤。应及时用碘酒、乙醇消毒，随后到有关医疗机构诊治。

三、实验动物的编号方法

动物实验中，常用的编号标记有染色法、挂牌法、烙印法等3种方法。

1. 染色法 

染色法是用有色化学试剂在动物身体明显处如被毛、四肢等不同部位处进行涂染或用不同颜色来区别各组动物，是实验中最常用、最容易掌握的方法。

使用的编号标记液有如下几种：3％-5％的苦味酸溶液(涂染黄色)，2％硝酸银溶液(涂染咖啡色)，0.5％中性红或品红溶液(涂染红色)。编号原则是先左后右，从前到后。一般把涂在左前腿上的记为1号，左侧腹部记为2号，左后腿记为3号，头顶部记为4号，腰背部记为5号，尾基部记为6号，右前腿上的记为7号，右侧腰部记为8号，右后腿记为9号。若动物编号超过10或更大数字，可使用上述两种不同颜色的溶液，即把一种颜色作为个位数，另一种颜色作为十位数，这种交互使用可编到99号。例如把红色记为十位数，黄色记为个位数，那么，右后腿黄色，头顶红色，则表示是49号，其余类推。

2. 挂牌法 

挂牌法是将标有编号的金属制号码牌固定在实验动物的耳部皮肤上，大动物可挂在颈上或笼箱上。

3烙印法 

烙印法是用刺数钳在动物无体毛或明显部位(如耳、面鼻部和四肢等部位)刺上编号，然后用棉签蘸着溶有乙醇的黑墨汁在编号上涂抹。烙印前，最好对烙印部位预先用75％乙醇消毒，以免造成皮肤局部感染。

(黄红林 陈  凯)

第二节  实验动物的给药方法

实验动物是医学实验研究工作的基本要素之一，如新药开发、对疾病和生命现象的研究等均需要动物进行实验研究。根据实验目的、所选用实验动物种类、药物剂型的不同，对实验动物实施不同的给药方法是十分重要的。本节主要介绍在基础医学实验学教学中常用的一些给药方法。

较常见的给药方法有：摄入法给药、注射法给药、涂布法给药和吸入法给药，其中前两种方法较为常用。

一、摄入法给药

摄人法是经消化道给药，有自动口服给药、强制灌胃给药和经直肠给药3种方式。

1. 自动口服给药 

将药物放入饲料或溶于饮水中，由动物自动摄入体内。此法的优点是：操作简便，不会因操作失误而致动物死亡。不足的是由于动物状态和饮食嗜好的不同，饮水和摄取食量的不同，不能保证用药后的药效分析的准确性。同时，放入饲料或溶于饮水中的药物容易分解，难以做到平均添加。因此，该方法适用于动物疾病的防治、药物毒性观测、某些与食物有关的人类疾病动物模型的复制等。

2. 强制灌胃给药 

强制灌胃给药能准确掌握给药量、给药时间、发现和记录症状出现时间及经过。但每天强制性操作和定时给药会对动物造成一定程度的机械损伤和心理影响。为减少不良影响，必须充分掌握灌胃技术。方法如下：操作前，将胃管接在注射器上，大致测试一下从口腔至胃

 图5-7图5-8

(最后一根肋骨后缘)的长度，以估计胃管插入深度。成年动物插管深度一般是：小鼠3cm，大鼠5cm，家兔15cm，犬20 cm。 

操作时，动物取直立或平卧体位，固定动物头部，强迫张口，胃管压在舌根部顺上腭缓缓插入至所需深度。插管时注意动物的反应，若动物反应剧烈，应拔出胃管，检查食管是否有损伤，并重新操作。插管完成后应注意检查胃管是否准确插入食管内，以防将药物注入气管（图5-7)。给家兔、犬等中型动物灌胃时，应配合使用开口器，以免动物咬坏胃导管（图5-8)。

除使用胃管灌药外，有时还可以让动物在人工辅助下自行吞咽药物，如实验者把药物放在豚鼠舌根部，让其闭口咽下。

3．经直肠给药 

根据动物大小选择不同的导尿管，在导尿管的头部涂上凡士林，使动物取蹲位，助手以左臂及左腋轻轻按住动物的头部及前肢，以左手拉住动物尾巴露出肛门，右手轻握后肢。实验者将导尿管缓慢送人肛门。切记不能粗暴用力，插管深度以7～9cm为宜。药物灌入后，应抽取生理盐水将导尿管内的药物全部冲入直肠内，然后将导尿管在肛门内保留一会再拔出。

二、注射法给药

1. 皮下注射 

对大多数实验动物来说，皮下注射最适宜的部位是颈背、腋下、侧腹或后腿肢体、臀部等。小鼠、大鼠、沙鼠和豚鼠一般用手固定，家兔、犬则固定于实验台上。不同实验动物的注射部位有所不同，犬、猫多在大腿外侧，豚鼠在后大腿内侧或小腹部，大鼠可在左侧下腹部。其操作方法是：用左手轻轻抓起皮肤，右手把注射器针头插入皮肤皱褶的基底部，沿身体纵向将注射器推进5～10 mm，并将针头轻轻左右摆动，易于摆动表明已刺入皮下。再轻轻抽吸，若无回流液体或血液时即可缓慢注入药液。注射完毕拔出针头，用手指轻压注射部位，以防药液外漏。

2. 皮内注射 

皮内注射是将药液注入皮肤的表层与真皮之间。可用于观察皮肤血管通透性变化或皮内反应，多用于接种、过敏实验等。操作时，先剪去注射部位的被毛，消毒局部，然后用左手将皮肤捏成皱襞，右手持针头，将针头与皮肤呈30°角，沿表层刺入皮内，慢慢注入一定量的药液。此时会感到有很大的阻力，并且注射部位皮肤表面马上呈小丘疹状隆起，皮肤表面上的毛孔极明显。如无以上表现，则药液可能注人皮下，应更换部位重新注射。注射后5分钟再拔针，以免药液从针孔漏出。

3. 肌肉注射 

肌肉注射主要用于注射不溶于水而悬于油或其他剂型中的药物。肌肉注射应选择肌肉发达、血管丰富的部位，如大鼠、小鼠和豚鼠的大腿外侧缘；家兔、猫、犬、猴的臀部或股部。注射时固定动物，剪去注射部被毛，与肌肉层组织接触面呈60°角刺入注射器针头，回抽针栓无回血后注入药液(小动物可免回抽针栓)。注射完毕后用手轻轻按摩注射部位，促进药液吸收。

4. 腹腔注射 

此注射方法是啮齿类动物常用的给药方法。注射部位应是腹部的左、右下侧外1／4的部位，因为此处无重要器官。其中家兔在腹部近腹白线约1cm处，犬在脐后腹白线侧缘1～2cm处注射。给大鼠、小鼠注射时，左手捉拿动物，使腹部向上，头部略低于尾部，右手持注射器将针头平行刺入达皮下（图5-9)，再向前进针3～5mm，针头能自由活动则说明刺到皮下，然后注射器以45°角斜刺入腹肌，进入腹腔。进入腹腔时可有落空感，回抽注射器，若无回流血液或尿液时即表示未伤及肝脏和膀胱，可以按一定的速度慢慢注入药液。  图5-9

5. 静脉注射 

静脉注射应根据动物的种类选择注射的血管。大鼠和小鼠多选用尾静脉，家兔多选用耳缘静脉，犬多选用后肢小隐静脉，豚鼠多选用耳缘静脉或后肢小隐静脉注射。因为静脉注射是通过血管给药，所以只限于液体药物。如果是混悬液，可能会因悬浮粒子较大而引起血管栓塞。

(1)耳缘静脉注射

将动物固定于实验台上，去除耳缘部位的被毛，用乙醇轻轻擦拭，耳缘静脉即清晰可见。用左手食指和中指夹住静脉近心端，拇指和小指夹住耳缘部分，以左手无名指和小指放在耳下作垫，待静脉充盈后，右手持注。射器使针头尽量由静脉末端刺入，与血管方向平行、向心端刺人约1cm。回抽注射器针栓，有血液回流，即可将药液缓慢注入(图5-10)。注射完毕抽出针头，用棉球压迫注射部位数分钟，以免出血。此方法适用于体型较

大的动物，如猿、犬和家兔。 图5-10

(2)尾静脉注射

尾静脉注射主要用于大鼠和小鼠。鼠尾静脉有3根，两侧及背侧各1根，左、右两侧尾静脉较易固定，应优先选择。注射时，先将鼠固定在鼠筒内或扣在烧杯中，露出尾部组织，用45～50℃温水浸泡鼠尾1～2min或用75％乙醇溶液反复擦拭，以达到消毒、扩张血管和软化表皮角质的目的。选择尾静脉下1／3处，用细针头沿血管方向平行、向心端进针（图5-11)。注意药液推入静脉时是否通畅，若阻力较大，注射部位皮下发白，表示针头未刺入静脉内，应换部位重新注射；若推入药液顺利无阻，则表明己刺入静脉内，应把针头和鼠尾固定好，不要晃动，缓缓将药液推入，注射完毕，用棉球在注射部位轻轻揉压，使血液及药液不致回流而漏出。  

  图5-11

(3)前肢内侧头静脉或后肢小隐静脉注射

注射时应先剪去注射部位的被毛，用碘酒和乙醇消毒皮肤，在静脉近心端用橡皮胶带绑紧或用手捏紧，使血管充盈，针头自远心端向心刺入血管，待回抽有血后，放松静脉近心端，尽量缓缓地注入药液(图5-12)。

(4)腹静脉注射

主要用于蛙和蟾蜍。将蛙或蟾蜍脑脊髓破坏后，仰卧固定于蛙板上，沿腹部正中线稍左剪开腹肌并翻转，可见腹静脉沿腹壁肌肉下行，注射时用左手拇指和食指捏住腹壁肌肉，稍向外拉，用中指在下顶起腹壁肌肉，右手持注射器，将针头沿血管平行方向刺入即可。

(5)浅背侧足中静脉注射   图5-12

很少用，可用于大鼠、小鼠和豚鼠等。

(6)股静脉或颈外静脉注射

有时用于大鼠和犬，但必须在麻醉状态下进行。方法是切开皮肤，使用注射器、血管插管等技术，直接对动物实施股静脉或颈静脉的注射给药。

此外，还有脑内注射、椎管内注射、椎动脉注射和关节腔内注射等其他较特殊的药物注射方法。

三、涂布法给药

涂布皮肤方法给药主要用于鉴定药物经皮肤的吸收作用、局部作用或致敏作用等。药液与皮肤接触的时间可根据药物性质和实验要求而定。

大鼠、小鼠可采用浸尾方式经尾部组织给药，主要目的是定性地判断药物经皮肤的吸收作用。先将动物放入特制的固定盒内，露出尾部组织，再将尾部组织通过小试管软木塞小孔，插入装有药液或受检液体的试管内，浸泡2～6小时，并观察其中毒症状。

如果是毒物，实验时要特别注意，避免人员因吸入受检液所形成的有毒蒸气而中毒。为此，要将试管的软木塞塞紧，必要时可将受检液表面加上一层液体石蜡。为了完全排除吸入的可能性，可在通风橱的壁上钻一小洞，将受检液置于通风橱内，动物尾部组织通过小孔进行浸尾实验，而身体部分仍留在通风橱以外。

家兔及豚鼠经皮肤给药的部位常选用脊柱两侧的背侧部皮肤。选定部位后，用脱毛剂脱去被毛，洗净脱毛剂后，放回笼内，至少待24小时后才可使用。脱毛过程中应特别注意不要损伤皮肤。次日仔细检查处理过的皮肤是否有刀伤或过度腐蚀的创口，以及有无炎症、过敏等现象。如有，应暂缓使用，待动物完全恢复。若皮肤准备合乎要求，便可将动物固定好，在脱毛区覆盖一面积相仿的钟形玻璃罩，罩底用凡士林胶布固定封严。用移液管沿罩柄上开口处，加入待试药物，使受检液与皮肤充分接触并完全吸收后解开(一般2～6小时)，然后将皮肤表面仔细洗净。观察时间视实验需要而定。如果是一般的药物，如软膏和各种化妆品，可直接涂抹在皮肤上。药物与皮肤接触的时间根据药物性质和实验要求而定。

(黄红林 陈  凯)

第三节  实验动物的麻醉方法

所谓麻醉，通常是指用药物使整个实验动物（全身麻醉)或其手术部位（局部麻醉)处于无知觉状态，并使其基本生命活动不受影响。实验动物的麻醉，关键在于正确选择麻醉方法和麻醉药；同时，要仔细地观察麻醉过程，判断麻醉效果。

一、麻醉方法

（一)全身麻醉

麻醉药经呼吸道吸入或静脉、肌肉等注射，产生中枢神经系统抑制，达到预期的麻醉效果，这种方法称全身麻醉。

1.  吸入麻醉

吸入麻醉是将挥发性麻醉药（如乙醚)或麻醉气体经呼吸道吸入体内，从而发生麻醉作用，它属于全身麻醉。

用吸入麻醉法麻醉狗，多采用开放式。先按照狗的大小选择合适的口鼻罩套住狗嘴，内垫数层纱布。若无合适的麻醉口罩，也可用数层长宽各40cm的纱布蒙住狗嘴。将狗按倒，一人固定狗的四肢，另一人滴加乙醚于口罩或纱布上，让狗吸入。开始量可稍多些，后逐渐减少。狗吸入乙醚 后有兴奋现象，如挣扎、呼吸不规则或加深、肌张力增强等。出现这些现象时给药应暂停1～2分钟，待呼吸恢复正常后再继续给药，直到满意的麻醉深度。由于乙醚吸入麻醉会出现兴奋期，因此，可在麻醉前给予适当的镇静性药物和阿托品，前者可降低中枢神经系统的兴奋性，减轻兴奋反应；后者可对抗乙醚刺激口腔和呼吸道粘膜的分泌作用，防止呼吸道阻塞，以免发生麻醉意外。

给猫兔等动物作吸入麻醉时，也可采用口鼻罩法。此外，这些动物以及豚鼠、大小白鼠等体型较小的动物可置入一个特制的麻醉箱内，或者放在钟罩或大烧杯内，然后将浸有乙醚的药棉或纱布放入其内，让动物呼吸乙醚空气。待动物卧倒后，将其取出，用开放性点滴法维持，直到合适的麻醉深度。

用吸入麻醉法麻醉动物，有时为了保持呼吸道通畅，改善通气功能，常在局部麻醉药作用下给动物一个气管切口，将一根合适的导管经气管切口插入，呼吸气体和吸入麻醉药都经导管进入体内。这种利用气管内插管的方法进行的吸入麻醉，称气管内吸入麻醉。

2.注射麻醉

注射麻醉就是将药液抽吸入注射器内,然后通过注射针头注入到动物机体的某个部位,以达到麻醉目的。这是麻醉实验动物的一种常用方法。根据给药部位，注射麻醉可分为静脉注射、腹腔注射、肌肉注射和淋巴囊注射四种。

（1)静脉注射

静脉注射是全身麻醉的一种常用方法，也是常用的给药方法。这种方法对装注射器针头的要求是，针头号与注射器刻度线在同一个方向上。这样，当针头刺入静脉血管时，其缺口与注射器刻度线都朝上，就不必担心血管壁妨碍注射药液，也便于观察注射剂量与速度。静脉注射部位因动物种类而异。①狗的静脉注射部位通常有两个：一是后肢外侧面的小隐静脉，该静脉在胫腓骨远端自前向后行走；一是前肢内侧的头静脉，其口径比小隐静脉粗。这两支静脉都位于皮下。注射时，先用狗头夹固定头部，以防咬人。然后在注射部位剪毛，用胶皮带捆绑近心端，使静脉充盈，将注射针头刺入血管，回抽有血时，松带，即可注入麻醉药。②家兔常取耳缘静脉为注射部位。耳缘静脉沿耳背内侧行走。注射时先用兔笼固定兔头，或由助手搔抓前肢腋下使动物安静。剪毛并用水湿润，使血管显现。然后左手中指和食指夹住兔耳根部，拇指和无名指捏住耳尖，右手持注射器，从耳尖部进针。兔耳皮肤薄，耳缘静脉表浅，因此进针不能太深，以免刺破血管。③大白鼠和小白鼠可取尾静脉注射。鼠尾背腹及两侧共有四根血管，腹侧一根为动脉，其余三根为静脉。注射时，宜先用鼠固定器固定鼠体，让鼠尾露出。宜选用4号针头或5号针头，选择最粗的一根血管刺入。

静脉注射麻醉作用发生快，没有明显的兴奋期，几乎立即生效。这样，容易控制麻醉深度，掌握用药剂量。但也要注意：①注射器内抽取药液后应排干净空气；以免将空气注入血管引起血管栓塞。②注入药物的速度一般要慢，尤其是使用20%氨基甲酸乙酯（乌拉坦)溶液给家兔作耳缘静脉注射麻醉时，速度过快，往往引起动物死亡。③为避免发生麻醉意外（呼吸暂停、心脏停跳、甚至死亡)，可先缓慢注入药物总剂量的4/5，剩下的1/5根据麻醉深度决定是否应该继续注入。

（2)腹腔注射

与静脉注射相比较，腹腔注射操作简便易行。狗兔等较大动物腹腔内注射麻醉药时可由助手固定动物，使腹部朝上，然后在后腹部外侧约1 /3处进针，回抽、判定针头确在腹腔内，即可注入药物。大、小白鼠和豚鼠腹腔内注射麻醉一人操作即可。操作者事先用注射器抽取麻醉药。左手拇指与食指捏住鼠耳及头部皮肤，无名指与小指夹住鼠尾，腹部朝上固定于手掌间，右手持注射器从后腹部朝头的方向刺入，回抽、判定针头确在腹腔内，即可注射药液。

腹腔注射麻醉药物由肠系膜吸收入血，经门静脉入肝再进入心脏，然后才能到达中枢神经系统。因此，麻醉作用发生慢，有一定程度的兴奋期，麻醉深度不易控制，只有静脉注射麻醉失败后才进行。注射时应注意：①进针角度因动物大小而有不同，较大动物针头可与腹壁垂直；鼠类宜使针头与腹壁成30度夹角。②一定要回抽，若回抽到血液、粪便、尿液等，表示针头已刺入脏器，必须拔出重刺。③所用针头不宜太大，以免注射后药液自针孔流出。

（3)肌肉注射

肌肉注射麻醉法常用于鸟类。取胸肌注射药液。

（4)淋巴囊注射

两栖动物全身有数个淋巴囊，注射麻醉药液易吸收，发生麻醉作用较快医学检验网。在所有淋巴囊中，以腹部和头背部最常用。

（二)、局部麻醉

常以1%盐酸普鲁卡因溶液，在手术部位作皮下浸润麻醉。这种方法是在手术前，用2ml注射器套上6号或6号针头将局部麻醉药（普鲁卡因)注入手术部位的皮下，并轻加压，使药液扩散，即可手术。

二、麻醉药

常用麻醉药物的用法及剂量(表3-1)

三、麻醉效果的观察

1.  呼吸

动物呼吸加快或不规则，说明麻醉过浅，可再追加一些麻醉药；若呼吸由不规则转变为规则且平稳，说明已达到麻醉深度；若动物呼吸变慢，且以腹式呼吸为主，说明麻醉过深，动物有生命危险。

2.  反射活动

主要观察角膜反射或睫毛反射，若动物的角膜反射灵敏，说明麻醉过浅；若角膜反射迟钝，麻醉程度合适；角膜反射消失，伴瞳孔散大，麻醉过深。

3.  肌张力

动物肌张力亢进，一般说明麻醉过浅，全身肌肉松弛，麻醉合适。

4.  皮肤夹捏反应

麻醉过程中可随时用止血钳或有齿镊夹捏动物皮肤，若反应灵敏，麻醉过浅，若反应消失，麻醉程度合适。

四、麻醉意外及其处理

1.  肌颤与抽搐

可能由于动物在麻醉期体温下降或由于麻醉药的毒性反应引起。遇有这种情况，应针对诱发原因分别处理。乌拉坦麻醉可使动物体温下降，应注意保温。若系药物的毒性反应，尤其是由非麻醉药所引起，可对症处理。

2.  心跳呼吸骤停

多半由于麻醉过深，抑制了延髓心血管运动中枢和呼吸中枢。对此应立即进行人工呼吸，同时作胸外心脏按压。并可从心室内注射肾上腺素（0.1%，1ml)，以及从静脉注射中枢兴奋药（如1%山梗茶硷0.5ml或 25%尼可刹米1ml)。

 (杨君佑  朱炳阳)

第四节  实验动物用药剂量的计算方法

在需要给动物用药时，经常会遇到两个问题：（1)给多少剂量；（2)配成何种浓度的药液。下面介绍有关方法。

一、给药剂量的确定

药物对于某种动物的适当剂量来自实践经验，不能凭空推算。为了某一目的准备给某种动物用药时，首先应该查阅该药的有关文献，了解前人的经验。如能查到为了同一目的，给相同种类动物用药的记录，那就可以直接照试。如查不到治疗剂量，但能找到致死量(LD50)，也可先参考LD50来设计剂量并进行实验。如果查不到待试动物的合适剂量，但知道其他动物的剂量或人用剂量，则需要加以换算。关于不同种类动物间用药剂量的换算，一般认为不宜简单地按体重比例增减，而须按单位体重所占体表面积的比值来进行换算。下面将分述按体重换算和按体表面积换算的方法。

1. 按体重换算方案 

已知A种动物每千克体重用药剂量，欲估算B种动物每千克体重用药的剂量，可先查表5-1，找出折算系数(W)，再按下式计算。

B种动物的剂量(mg／kg)＝W×A种动物的剂量(mg／kg)

表5-1  动物与人体量的每千克体重等效剂量折算系数

例1  已知某药对小鼠的最大耐受量为20 mg／kg(20 g小鼠用0.4mg)，需折算为家兔用量。查A种动物为小鼠，B种动物为家兔，交叉点为折算系数W＝0.37，故家兔用药量为0.37×20mg／kg＝7.4mg／kg。

2. 按体表面积折算剂量 

不同种属动物体内的血浓度和作用与动物体表面积成平行关系，故按体表面积折算剂量较按体重更为精确(表5-2)。

例2  由动物用量推算人的用量。已知一定浓度的某药注射剂给家兔静脉注射的最大耐受量为4mg／kg，推算人的最大耐受量为多少?

查表5-2，先横后竖，家兔与人体表面积比值为12.2，1.5kg家兔最大耐受量为4×1.5＝6mg，那么人的最大耐受量为6×12.2＝73.2mg；取其1／3—1／10作为初试用剂量。

例3  由人用量推算动物用量。已知某中药成人每次口服10 g有效，拟用犬研究其作用机制，应用多少量?

查表5-2，人与犬的体表面积比值为0.37，那么犬用量为10×0.37＝3.7(g)，取其中1／3 -1／10作为初试用剂量。

表5-2  常用动物与人体表面积比值

二、药物浓度的确定及给药量的换算

1. 药物浓度表示法 

药物浓度是指一定量液体或固体制剂中所含主药的分量。

常用的表示法有3种。

(1)  百分浓度

是按照每100份溶液或固体物质中所含药物的份数来表示的浓度，简写为％。由于药物或溶液的量可以用体积或重量表示，因而有以下不同的表示％浓度方法。

重量／体积(W／V)法：

重量／体积(W／V)法即每l00 ml溶液中含药物的克数，如5％葡萄糖即每100m1含葡萄糖5g。此法最常用，不加特别注明的药物％浓度即指此法。

重量／重量(W／W)法：

重量／重量(W／W)法即100 g制剂中含药物的克数，适用于固体药物，如10％氧化锌软膏即100g中含氧化锌l0g。

体积／体积(V／V)法：

体积／体积(V／V)法即100 ml溶液中含药物的毫升数。适用于液体药物，如消毒用 75％乙醇即100 m1溶液中含无水乙醇75ml，相当于W／W法70％乙醇。

(2)  比例浓度

常用于表示稀溶液的浓度，例如1:5 000高锰酸钾溶液是指5000ml溶液中含高锰酸钾1g；1:1000肾上腺素即0.1％肾上腺素。

(3)  摩尔浓度(mol／L)

1L溶液中含溶质的摩尔数称为该溶液的摩尔浓度。如0.1mol／LNaCl溶液表示1000 m1中含NaCl 5.84g(NaCl分子量为58.44)。

2.给药量的换算

(1)动物实验所用药物的剂量，一般按mg／kg(或g／kg)体重计算，应用时须从已知药物浓度换算出相当于每千克体重应注射药液量(m1)，以便于给药。

例1  

小鼠体重18g，腹腔注射盐酸吗啡10 mg／kg，药物浓度为0.1％，应注射多少m1?

解：0.1％的溶液每毫升含药物1mg，剂量为10 mg／kg相当的容积为10ml／kg，小鼠体重为18g换算成千克为0.018kg，故10×0.018＝0.18ml。小鼠常以mg／10g计算，换算成容积时也以m1／10g计算，较为方便，上例18g重小鼠注射，相当于0.1ml／10g，再计算给其他小鼠药量时很方便。如20g体重小鼠，给0.2ml，以此类推。

例2 

盐酸苯海拉明给犬肌肉注射时的适当剂量为2.5mg／kg。现有1.5％的药液，8.5 kg体重之犬应注射此种药液几毫升?

解：犬1kg体重需给盐酸苯海拉明2.5mg，8.5kg的犬当需盐酸苯海拉明2.5×8.5＝21.2mg。1.5％的药液每l00 ml含药1.5g，即1 500 mg每1ml含药1 500／100＝15mg  21.2／15＝1.4m1此即8.5kg的犬应肌注1.5％盐酸苯海拉明溶液的容量。

例3 

盐酸吗啡给小鼠腹腔注射的剂量为l5mg／kg。现有药液的浓度为0.1％。体重l7g的小鼠应注射药液几毫升?

解：按15mg／kg的剂量计算，17g体重的小鼠应给药15×0.017＝0.255mg

0.1％的药液每100 ml含药0.1g，即每1ml含药1.0mg  0.255／1＝0.255。所以17g体重的小鼠应注射0.1％的盐酸吗啡溶液0.26m1。

(2)在动物实验中，有时须根据药物的剂量及某种动物给药途径的药液容量来配制相当的浓度，以便于给药。

例4 

给家兔静注苯巴比妥钠80 mg／kg，注射量为1m1／kg，应配制苯巴比妥钠的浓度是多少?

解：80 mg／kg相当于1ml／kg，因此1ml药液应含药物80mg，现算成百分浓度，1 :80＝100 :X，X＝8 000 mg＝8g，即100ml含8g，故应配成8％的苯巴比妥钠。

(3)溶液稀释的换算可按公式C_lV_l＝C₂V₂换算，即：稀溶液浓度(C₁)×稀溶液体积(V₁)＝浓溶液浓度(C₂)×浓溶液体积(V₂)。

例5  

病人需要5％葡萄糖500ml，如果用50％葡萄糖溶液配制，需要多少毫升?

解：5×500＝50×V V＝5×500／50＝50ml

(4)用混合法将两种已知百分浓度溶液配制百分浓度溶液。此法是把需要配制溶液的百分浓度放在两条直线的交叉点上，把已知溶液的浓度放在两条直线的左侧两端，较大的百分浓度放在上面，较小的放在下面，然后每一条直线上把两个数字进行减法计算，将其差写在同一直线的右端，所得到的数字分别写在右边的上面和下面，便表示出需要配制浓度的溶液毫升数。

例6 

有95％和15％乙醇溶液，需要配制成75％乙醇溶液，要取95％乙醇溶液60份和15％乙醇溶液20份，两者混合即成75％乙醇溶液。

  95 60

  ＼ ／

  75

  ／ ＼

  15 20

同样，用蒸馏水作溶剂来稀释已知百分溶液，配制成所需百分溶液。配制方法和上述一样，只是在左下角不是较小的浓度，而是零，所得的数字仍写在右边的上面和下面，便表示出要取多少份溶液和溶剂。

例7  

由95％乙醇溶液稀释成75％的乙醇溶液，需要取95％乙醇75份加入20份蒸馏水，即配成75％乙醇溶液。

  95 75

  ＼ ／

  75

  ／ ＼

  0  20

 (黄红林  郑兴)

第五节  哺乳类动物实验常用手术方法

机能学实验以急性动物实验为主。常以血压、呼吸等为指标，以静脉注射，放血等为实验方法。需要暴露气管、颈总动脉、颈外静脉、股动脉、股静脉，并作相应的插管，以及分离迷走神经，减压神经及股神经等。因此手术主要在颈部及股部进行，现分述如下：

一、兔、犬颈部手术

颈部手术的目的在于暴露气管、颈部血管并作相应的插管以及分离神经等。颈部手术成败的关键在于熟悉动物颈部及手术要领，防止损伤血管和神经。现以家兔为例，说明如下：

1.家兔背位固定于兔台上，颈部剪毛备皮

2.动物麻醉：

一般作局部浸润麻醉，在颈部正中线皮下注入1%普鲁卡因：亦可选用20%乌拉坦作全身麻醉（方法和剂量请参看表5-3)。

表5-3 常用非挥发性麻醉药物的用法及剂量

3.气管及颈部血管神经分离术

（1)气管暴露术

用手术刀沿颈部正中线从甲状软骨处向下至靠近胸骨上缘作一切口（兔的长约4～6cm，狗的长约10cm)；因兔颈部皮肤较松弛亦可用手术剪沿正中线剪开。切开皮肤后，以气管为标志从正中线用止血钳钝性分离颈部正中的肌群和筋膜即可暴露气管，分离食道与气管，在气管下穿过一条粗线备用。

（2)颈总动脉分离术

正中切开皮肤及皮下筋膜，暴露肌肉。将肌肉层与皮下组织分开。此时清楚可见在颈正中部位有两层肌肉。一层与气管平行，覆于气管上，为胸骨舌骨肌。其上又有一层肌肉呈V字形走行向左右两侧分开。此层为胸锁乳突肌。用镊子轻轻夹住一侧的胸锁乳突肌，用止血钳在两层肌肉的交接处（即V形沟内)将它分开（注意，切勿在肌肉中分，以防出血)。在沟底部即可见到有搏动的颈总动脉鞘。用眼科镊子（或纹式止血钳)细心剥开鞘膜，避开鞘膜内神经，分离出长约3～4cm的颈总动脉，在其下穿两根线备用。

颈动脉窦分离术：在剥离两侧颈总动脉基础上，继续小心地沿两侧上方深处剥离，直至颈总动脉分叉处膨大部分，即为颈动脉窦。剥离时勿损伤附近的血管神经。

（3)颈部迷走、交感、减压神经分离术

于家兔颈部，在找到颈动脉鞘后，将颈总动脉附近的结缔组织薄膜镊住，并轻拉向外侧使薄膜张开，即可见薄膜上数条神经。根据各条神经的形态、位置和走向等特点来辨认，迷走神经最粗，外观最白，位于颈总动脉外侧，易于识别。交感神经比迷走神经细，位于颈总动脉的内侧，呈浅灰色；减压神经细如头发，位于迷走神经和交感受神经之间，在家兔为一独立的神经，沿交感神经外侧后行走。但在人、狗此神经并不单独行走，而是行走于迷走、交感干或迷走神经中。将神经细心分离2～3厘米长即可，然后各穿细线备用。

（4)颈外静脉暴露术

颈外静脉浅，位于颈部皮下，其分支为外腭静脉和内腭静脉，颈部正中切口后，用手指从皮肤外将一侧部组织顶起，在胸锁乳突肌外缘，即可见很粗而明显的颈外静脉。仔细分离长约3～4cm的颈外静脉，穿两线备用。

4.气管及颈部血管插管术

在前述分离术的基础上，按需要选作下列插管术。

（1)气管插管术

暴露气管后在气管中段，于两软骨环之间，剪开气管口径之半，在向头端作一小纵切口呈倒“T”形。用镊子夹住T形切口的一角，将适当口径的气管套管由切口向心端插入气管腔内，用粗线扎紧后，再将结扎线固定于“Y”形气管插管分叉处，以防气管套管脱出。

（2)颈总动脉插管术

颈总动脉主要用于测量颈动脉压。为此，在插管前需使动物肝素化，并将口径适宜的充满抗凝液体（也可用生理盐水)的动脉套管（也可用塑料管)准备好，将颈总动脉离心端处结扎（结扎点昼向离心端)，近心端动脉夹夹住，另一线打一活扣置于动脉夹与离心端结扎线之间。插管时以左手拇指及中指拉住离心端的结扎线头，食指从血管背后轻扶血管：右手持锐利的眼科剪，使与血管呈45°角，在紧靠离心端结扎线处向心一剪，剪开动脉壁之周径1/3左右（若重复数剪易造成切缘不齐，当插管时易造成动脉内膜内卷或插入层间而失败。然后持动脉套管，以其尖端斜面与动脉平均地向心方向插入动脉内，用细线扎紧并在套管分叉处结扎固定。最后将动脉套管作适当固定，以保证测压时血液进出套管之通畅。

（3)颈外静脉插管术

颈外静脉可用于注射、输液和中心静脉压之测量。血管套管插入方法与股静脉类似。现将用于中心静脉压测量的插管作一简介：

在插管前先将家兔肝素化，并将联接静脉压检压计的细塑料管导管充盈含肝素之生理盐水。在导管上作一长5～8cm的记号。导管准备好后，先将静脉远心端结扎，靠近结扎点的向心端作一剪口，将导管插入剪口，然后一边拉结扎线头使颈外静脉与颈矢状面、冠状面各呈45°角，一边轻柔地向心端缓慢插入，遇有阻抗即退回改变角度重插，切不可硬插（易插破静脉进入胸腔)，一般达导管上记号为止，此时可达右心房入口处。若导管插管成功，则可见静脉压检压计水面或浮漂于中心静脉压数值附近随呼吸而上下波动。

二、兔、犬腹部手术：

腹部手术分上腹部和下腹部手术。上腹部手术的目的在于暴露肝、胆、胆总管、胃、十二指肠。下腹部手术的目的在于暴露输尿管、膀胱等脏器。

1、  上腹部手术

按常规进行麻醉、固定、剪毛。从剑突下正中切口，沿腹白线打开腹腔。根据不同的实验动物，切口长约3～5cm。根据不同的实验目的，分别按各实验步骤进行。

2、  下腹部手术

从耻骨联合向上沿中线作3～5cm长的切口，沿腹白线打开腹腔。

（1)管插管法：

将膀胱轻拉到腹壁外，暴露膀胱三角，仔细辨认输尿管，分离其周围组织，分别用线在两侧输尿管近膀胱处作结扎。在结扎上方剪一斜口，向肾脏方向分别插入充满生理盐水（最好是含肝素的生理盐水，以防发生凝血)的细塑料管，用线结扎固定，此时可见到有尿液从插管内慢慢地滴出，手术完毕后用38℃左右的温热生理盐水纱布盖住腹部切口处，将两插管借三通并在一起连到记滴装置上（也可只插一侧输尿管，但尿液较少)。

（2)膀胱插管法

作切口方法同上，但只需切2～3cm长。将膀胱移至体外，在膀胱顶部做一荷包缝合，在缝线中心作一小切口，插入膀胱插管（也可用一弯头滴管代替)，收缩缝线以关闭膀胱。如膀胱壁松弛而膀胱容积仍较大时，可用粗线将膀胱结扎掉一部分，使膀胱内的贮尿量减至最少。膀胱插管的另一端通过橡皮管与记滴器相连。

三、兔、犬股部手术：

股部手术目的在于分离股神经、股动、静脉及进行股动、静脉插管，以备放血、输血输液、注射药物等用。

狗、兔等动物手术方法基本相同。以兔为例其基本步骤如下：

1、动物背位固定于兔台上，腹股沟部剪毛。

2、用手指触摸股动脉搏动，辨明动脉走向，在该处作局麻并作方向一致长约4～5 cm的切口。用止血钳小心分离肌肉及深部筋膜，便清楚地暴露出股三角区。股三角区上界为鼠蹊韧带，内界为缝匠肌，外界为内收长肌。股动脉及神经即由此三角区通过。股神经位于外侧，股静脉位于内侧，股动静位于中间偏后。

3、用止血钳细心将股神经首先分出，然后分离股动、静脉间的结缔组织，清楚地暴露股静脉，如作插管可分离出一段静脉（约2～2.5cm)，穿两根细线备用。再仔细分离股动脉，将股动脉与其背部的组织分离开，长约2～2.5cm ，切勿伤及股动脉分支。动脉下方穿两根细线备用。

图5—13  

4、股动、静脉插管，狗血管粗大，插管较易，家兔血管细，插管较难，因此要细致耐心和掌握要领。

（1)股动脉插管术

将股动脉近心端用动脉夹夹住，远心端用细线结扎，牵引此线在贴近远心端结扎处剪开血管，向心插入动脉套针或塑料管，结扎固定后备放血或注射用。 

（2)股静脉插管术

股静脉插管术，除不需用动脉夹外，基本与股动脉插管相同。但因静脉于远心端结扎后静脉塌陷呈细线状，较难插管，因此可试用静脉充盈插管法，即：在股静脉近心端用血管夹夹住（也可用线提起)，活动肢体使股静脉充盈，股静脉远心端结扎线打一活扣，待手术者剪口插入套针后，再由助手迅速结扎紧。

(杨君佑)

第六节 两栖类动物实验常用手术方法

两栖类动物的一些基本生命活动和生理功能与温血动物类似，保持其离体组织器官生理活动所需的条件相对来说比较简单，且易于控制，应用手术方法制备离体组织或器官是机能实验中常用的实验操作技术。

一、  蟾蜍双毁髓术

1．枕骨大孔的定位

（1)左手握住躯干及肢体，右手母指与食指握住蟾蜍的唇尖部前后摇动，在其头部背面可见一明显的凹陷点即为枕骨大孔处（如图5—14)。

（2)左手握住蟾蜍躯干及肢体，食指向下压蟾蜍的头部，用金属探针（蛙钻)由枕骨沿正中线向脊柱端触划，当触到凹陷处即枕骨大孔处（如图5—15)。

2．蟾蜍双毁髓

金属探针从枕骨大孔垂直进针后与躯干平行向前折插入颅腔左右搅动捣毁脑组织，再将针尖后退至枕骨大孔与躯干平行向后折刺入脊椎管捣毁脊髓至蟾蜍四肢松软、呼吸消失（如图5—16)既可备用。

二、坐骨神经干标本的制备

操作步骤如下：

1、  蟾蜍双毁髓

见蟾蜍双毁髓术。

2、剪除躯干上部、内脏及皮肤

在荐尾关节（荐骨与尾骨连接)水平以上（前)lcm处用粗剪刀剪断脊柱，将前半躯干、内脏和皮肤一并拉剥弃之（如图5—17 A、B、C)，仅保留一段腰背部脊柱及两后肢，并将其放入盛有任氏液的器皿中备用。

 3、分离两腿

用镊子取出标本放在蛙板上，用直手术剪沿脊柱正中线至耻骨联合中央将标本剪分为两半，浸放于盛有任氏液的器皿中备用。

4、游离坐骨神经干  

取一分离的后肢，腹面向上放在蛙板上，用玻璃分针游离坐骨神经腹腔段，并在靠近脊柱处穿线结扎，线头保留约1cm。然后换至背恻向上，固定标本两端，用玻璃分针沿坐骨神经沟(股二头肌与半膜肌肌间沟)小心分离出坐骨神经的大腿段，用眼科剪剪去神经干上各细小分支（切忌撕扯)，继续向下分离至膝关节处可见有两条分支，内侧位胫神经，外侧为腓神经，沿任一分支(腓神经较浅易分离)走向继续向下分离至踝部，用线结扎，保留一小段线头(约1cm)，在结扎线的外周端剪断神经，神经干标本全长约大于8厘米，将制备的坐骨神经干标本浸泡在盛有任氏液的器皿中备用（如图5—18)。

三、 神经肌肉标本制备

1．坐骨神经腓肠肌标本的制备

（1)先行蟾蜍双毁髓术（同前)，剪除躯干上部、内脏及皮肤（同前)，分离两腿（同前)。

（2)取一分离的后肢，腹面向上放在蛙板上，用玻璃分针游离坐骨神经腹腔段，并在靠近脊柱处穿线结扎，线头保留约1cm。然后换至背恻向上，固定标本两端，用玻璃分针沿坐骨神经沟(股二头肌与半膜肌肌间沟)小心分离出坐骨神经的大腿段，用眼科剪剪去神经干上各细小分支（切忌撕扯)，用手术剪将坐骨神经中枢连带一小块椎骨剪下，游离坐骨神经至膝关节处。

（3)剪去大腿和膝关节周围的肌肉，用剪刀刮净股骨上的肌肉，保留膝关节端股骨长约1cm，剪去其余部分。

（4)用缝合线结扎小腿背恻的腓肠肌肌腱并在结扎处的后端剪断，游离腓肠肌至膝关节处，将膝关节以下部分全部剪去，至此所保留的即为坐骨神经腓肠肌标本（图5—19A、B、C)

2．坐骨神经缝匠肌标本的制备

（1)取一分离的后肢，背位固定在蛙板上，找到起自耻骨外恻止于胫骨上端内恻的缝匠肌。

（2)用玻璃分针沿缝匠肌内恻边缘（切勿过深)小心划开肌外膜。将肌耻骨端连带一小块骨片切下，夹住骨片轻轻提起，向前向后分离缝匠肌，当分离到后1/3段时注意寻找支配缝匠肌的坐骨神经分支，然后由外周向中枢方向追踪分离坐骨神经至脊髓，连带一小块椎骨剪下。最后将缝匠肌肌胫骨端结扎、剪断，游离（如图3—20A、B、C)

四、蛙心标本制备

1、蟾蜍双毁髓（同前)。

2、暴露蛙心

将双毁髓的蟾蜍仰卧固定在蛙板上，夹起胸骨后端的腹部皮肤剪一小口，再将手术剪由切口处伸人皮下向左右两恻锁骨外恻方向剪开皮肤，并向头端掀开。用镊子提起胸骨后端的腹肌并剪一小口，将手术剪由切口处伸人腹腔内，紧贴胸壁（以免损坏心脏和血管)沿皮肤切口剪开肌肉，剪断左右鸟骨和锁骨，使创口呈倒三角形。用眼科镊提起心包膜并用眼科剪剪开即可暴露心脏（如图5—21 A、B)。

3、蛙心插管：

在暴露心脏的主动脉干下方引两根线，一条在主动脉上端结扎作插管时牵引用，另一根则在动脉圆锥上方，系一松结用于结扎固定蛙心插管。左手持左主动脉远心端的结扎线，用眼科剪在松结上方左主动脉根部剪一小斜口，右手将盛有少许任氏液，大小适宜的蛙心插管由此剪口处插入动脉圆锥，当插管头到达动脉圆锥时，再将插管稍向后退，并转向心室中央方向，在心室收缩期插入心室，判断蛙心插管是否进入心室可根据插管内的任氏液液面能否随心室的舒缩而上下波动。如蛙心插管已进入心室，则将预先准备好的松结扎紧，并固定在蛙心插管的侧钩上以免蛙心插管滑出心室。剪断主动脉左右分支。轻轻提起蛙心插管以抬高心脏，用一线在静脉窦与腔静脉交界处作一结扎，结扎线应尽量下压，以免伤及静脉窦，在结扎线外侧剪断所有组织，将蛙心游离出来即可（如图5—22 A、B)。

  图5—22

（周太国   刘建芝)

第七节  实验动物的血压、呼吸检测及记录方法

1、  器材

PCLAB生物信号采集处理系统，血压传感器、呼吸传感器及水银检压计（为血压传感器定标用)，动物手术台及器械、药品等。

2、连接实验装置

记录血压或呼吸的手术操作详见第五节急性动物实验的常用手术方法。将血压传感器接PCLAB的输入通道2，呼吸传感器接输入通道4。

放大器面板按钮调整：

（1)输入3、输入4：按下上部小方开关，置于AC（交流)位置。

（2)SR按钮：置抬起位置，4通道为正常信号输入。

（3)输入2：抬起上部小方开关，置于DC（直流)位置。

3、软件设置：

（1)点击快捷工具栏上的“采样条件设置”快捷按钮，打开“采样条件”设定如下：

显示模式，连续记录，采样间隔1ms，采样通选择：1（或者2)、4通道。

（2)点击确定。

（3)选定各通道采样内容，第一（或者第二)通道为血压（mmHg)，第四通道为呼吸（g)。

4、为血压传感器定标：（注意：本步骤最好在血压传感器接入动脉血管前进行)。

（1)按以下方法连接好传感器与水银检压计。

（2)转动三通开关至1、2通，使血压换能器与大气相通，PCLAB开始采样并将第二通道基线调至与零线相重合。然后接上注射器，向管路内注射液体，使水银检压计逐渐升至某一固定压力值（如100mmHg)；保持采样一小段时间。

（3)用鼠标点击波形曲线上升至平稳段的一点，然后移动鼠标至第二通道“右显示控制区”内“血压（mmHg)” 处, 单击鼠标右键,打开定标窗口；在新值处填上水银检压计标出的压力值（如100mmHg)，点击“确定”完成定标。

（4)转动三通开关至2、3通接入动脉血管，即可准备开始采集动脉血压信号。

A、开始采样：点击“开始”按钮，系统按记录仪模式描记血压、呼吸二道波形曲线。采样结束后按“停止”键。

注意：在采样过程中间，如果需要，可暂时停止采样，再次采样时数据会自动按在上次采样之后，中间用一黑竖线隔开。如果需要存盘，可点击“观察”按钮，变为“存盘”，将理想波形曲线自动以Temp000.add，Temp001.add等文件各存入硬盘。

B、打标记：在需要打标记时，可随时点击标记按钮为实验逐一添加标记。

C、观察测量：采样停止后，按下快捷工具栏中的观察快捷，用十字光标即可测量各点值。也可以按下快捷工具栏中的“测量”快捷键，用鼠标拖选要测量的曲线段，由测量窗得到各项测量参数。

D、打印输出：为将二个波形曲线一次打印输出，可将鼠标移至时间显示区，拖动鼠标，选中要计算打印波形曲线，再点击“文件”中的“打印预览”，设置为“单道显示”，点击“打印”即可完成计算打印工作。

（杨君佑  陈 凯)